نوع مقاله : مقاله پژوهشی
چکیده
داروهای ضد باکتریایی اولیه موسوم به داروهای سولفونامیدی دارای اثرات زیستی بسیاری است که موجب کاربرد گسترده بالینی آن شده است. با توجه به گزارشهایی مبنی بر اثرات ضد سرطانی بعضی از اعضای این خانواده دارویی، در این پژوهش اثرات سلولی سولفاتیازول و سولفاستامید، دو آنتی باکتریال از این خانواده بر رده سلولی سرطان سینه T-47D بررسی گردید. علائم ریخت شناسیِ ویژه آپوپتوز توسط میکروسکوپ فلوئورسنت پس از رنگ آمیزی با Annexin-PI، و نیز نتایج حاصل از مطالعات فلوسیتومتری نشان داد که درصد سلولهای آپوپتوز شده در سلولهای T-47D تیمار شده با سدیم سولفاتیازول و سدیم سولفاستامید در قیاس با شاهد منفی بسیار اندک میباشد. این موضوع علی رغم افزایش معنیدار میزان فعالیت آنزیم کاسپاز-3 در سلولهای تیمار شده با دارو مشاهده می گردید. بررسیهای صورت گرفته به روی نمودارهای فلوسیتومتری رسم شده با استفاده از ردیاب DAPI مؤیّد آن بود که این داروها قادر به توقف سلولها در فازهای مختلف چرخه سلولی نیز نمیباشند. در اینجا از اثر داروی دوکسوروبیسین به عنوان کنترل مثبت استفاده گردید. به دنبال این یافتهها نشان داده شد که سدیم سولفاتیازول با کاهش سطح بیان ژنهای Akt1، Akt2 و mTOR و نیز افزایش سطح بیان PTEN ، بقای سلولی را کاهش میدهد اما این مکانیسم برای سدیم سولفاستامید قابل مشاهده نمیباشد. سازوکار اثرات ضد سرطانی سدیم سولفاستامید با توجه به افزایش سطح بیان ژنهای Atg5، Akt1، Akt2 و mTOR و نیز کاهش سطح بیان PTEN میتواند از طریق راه اندازی مسیر اتوفاژی بقاء و کاهش سرعت تقسیم سلولی اعمال شده باشد.
کلیدواژهها
عنوان مقاله [English]
Cellular Effects of Antibacterial Drugs, Sulfathiazole and Sulfacetamide, on a Breast Cancer Cell line (T-47D)
چکیده [English]
Primary anti-bacterial drugs, called sulfonamide drugs, have several biological effects drived widespread use of these drugs in medicine. Here, with respect to some reports (confirming anti-cancerous activity of some sulfadrugs) cellular effects of two antibacterial sulfonamides (sulfathiazole and sulfacetamide) on T-47D cells was studied using several experimental methods. The fifty percent reduction in cell viability (LC50) was investigated after 48 h treatment of T-47D cells with sodium sulfathiazole and sodium sulfacetamide. Cells undergoing apoptosis were identified using fluorescent microscopy after double staining with Annexin-PI fluorochromes. Flow cytometric analysis, using Annexin-V-Flous kit, revealed lack of apoptosis amoung the treated cells. This notion was also exhibited by DNA laddering investigations while increasing in caspases-3 activity was registered. Cell cycle analysis after DAPI treatment indicated lack of cell cycle arrest amoung the treated cells. Here, doxorubicin was utilized as a positive control in all experiments. On the whole, regarding to the present study, it has been exhibited that in the presence of sodium sulfathiazole, decreased transcriptional expression level of Akt1, Akt2 and mTOR genes, in parallel with increased transcriptional level of PTEN gene, is being followed by reducing of cell viability. No similar mechanism was observed for sodium sulfacetamide. With respect to increased transcriptional expression level of Atg5, Akt1, Akt2 and mTOR genes, in parallel with decreased transcription level of PTEN gene, mechanism of action of sodium sulfacetamide should be exerted by cytoprotective autophagy causing decreasing of cell devision or growth rate.
کلیدواژهها [English]
بررسی اثرات سلولی آنتی باکتریهای سولفاتیازول و سولفاستامید بر روی سلولهای سرطان سینه (رده سلولی T-47D)
راضیه محمدپور، شاهرخ صفریان*، سعید نوروزی و عاطفه رزازان
تهران، دانشگاه تهران، پردیس علوم، دانشکده زیست شناسی، گروه سلولی و مولکولی
تاریخ دریافت: 26/10/89 تاریخ پذیرش: 14/4/90
چکیده
داروهای ضد باکتریایی اولیه موسوم به داروهای سولفونامیدی دارای اثرات زیستی بسیاری است که موجب کاربرد گسترده بالینی آن شده است. با توجه به گزارشهایی مبنی بر اثرات ضد سرطانی بعضی از اعضای این خانواده دارویی، در این پژوهش اثرات سلولی سولفاتیازول و سولفاستامید، دو آنتی باکتریال از این خانواده بر رده سلولی سرطان سینه T-47D بررسی گردید. علائم ریخت شناسیِ ویژه آپوپتوز توسط میکروسکوپ فلوئورسنت پس از رنگ آمیزی با Annexin-PI، و نیز نتایج حاصل از مطالعات فلوسیتومتری نشان داد که درصد سلولهای آپوپتوز شده در سلولهای T-47D تیمار شده با سدیم سولفاتیازول و سدیم سولفاستامید در قیاس با شاهد منفی بسیار اندک میباشد. این موضوع علی رغم افزایش معنیدار میزان فعالیت آنزیم کاسپاز-3 در سلولهای تیمار شده با دارو مشاهده می گردید. بررسیهای صورت گرفته به روی نمودارهای فلوسیتومتری رسم شده با استفاده از ردیاب DAPI مؤیّد آن بود که این داروها قادر به توقف سلولها در فازهای مختلف چرخه سلولی نیز نمیباشند. در اینجا از اثر داروی دوکسوروبیسین به عنوان کنترل مثبت استفاده گردید. به دنبال این یافتهها نشان داده شد که سدیم سولفاتیازول با کاهش سطح بیان ژنهای Akt1، Akt2 و mTOR و نیز افزایش سطح بیان PTEN ، بقای سلولی را کاهش میدهد اما این مکانیسم برای سدیم سولفاستامید قابل مشاهده نمیباشد. سازوکار اثرات ضد سرطانی سدیم سولفاستامید با توجه به افزایش سطح بیان ژنهای Atg5، Akt1، Akt2 و mTOR و نیز کاهش سطح بیان PTEN میتواند از طریق راه اندازی مسیر اتوفاژی بقاء و کاهش سرعت تقسیم سلولی اعمال شده باشد.
واژههای کلیدی: سولفاتیازول، سولفاستامید، سرطان سینه، آپوپتوز، توقف چرخهی سلولی، اتوفاژی
* نویسنده مسئول، تلفن: 61113312 ، پست الکترونیکی: safarian@ibb.ut.ac.ir
مقدمه
ترکیب پاراآمینوبنزوئیک اسید که امروزه "سولفونیلامید" نامیده میشود در سال 1908 برای اوّلین بار ساخته شد، اما ارزش درمانی آن سالها پس از آن مشخص گردید (12). در سال 1932 یک مؤسسه تجاری آلمانی ترکیب قرمز رنگی به نام 4-( َ4- سولفامیلفنیلازو)- ام- فنیلنِدیامین را تولید کرد که در سال 1935 اثرات درمانی آن گزارش و به نام "پرونتوسیل" نام گذاری گردید (24، 12). در همین سالها یک گروه محقق فرانسوی کشف کرد که خاصیت ضد باکتریایی این ترکیب در بخش پاراآمینوبنزن سولفونامیدی این مولکول نهفته است. در سال 1937 سولفاپیریدین ساخته شد که اولین سولفونامید موفق در درمان ذات الریه محسوب میگردید. پس از آن سایر سولفونامیدها نیز نظیر سولفاتیازول، سولفادیازین ساخته شدند (12). تا کنون بیشتر از 3300 سولفونامید ساخته شده است اما فقط تعداد کمی از آنها در مصارف دارویی استفاده و در بسیاری از موارد به عنوان مادهای باکتریواستاتیک استفاده میشوند (12). داروهای سولفا (Sulfa Drugs) رشد و تکثیر برخی از باکتریها را با دخالت در فرآیند ساخت فولیک اسید مهار میکنند اما آنها را نمیکشند (32، 16). از بین سولفونامیدهای ساخته شده ترکیبات متعددی وجود دارد که فعالیتهای مهاری را در مقابل پروتئازهای مختلفی مانند متالوپروتئازها، سرین پروتئازها، سیستئین پروتئازها و آسپارتات پروتئازهای به دست آمده از پستانداران و یا ویروسها نشان میدهند و به همین علت فعالیتهای ضد ویروسی ،ضد توموری و ضد التهابی را از خود ظاهر میسازند (33). بعضی از مشتقات سولفونامیدی با خاصیت ضد سرطانی گزارش شدهاند که از جمله میتوان به E7070، و E7010 به عنوان مهار کنندههای تجمع میکروتوبولها اشاره نمود که از این طریق باعث توقف چرخه سلولی میشوند (11، 28،29). ایندول سولفونامیدها با مختل کردن تجمع دینامیکی میکروتوبولهای دوک میتوزی تکثیر سلولی را مهار میکنند و با القاء آپوپتوز در طی مسیر وابسته به Bcl-2 سلولهای سرطانی را میکشند (25).
از جمله داروهای سولفا، میتوان سولفاتیازول و سولفاستامید را نام برد. سولفاتیازول در اواسط 1930 کشف و در ابتدا برای مقابله با توبرکلوزیس استفاده شد (35). سولفاتیازول ویژگی ضد باکتریایی و ضد میکروبی دارد و فرمول شیمیایی آن C9H9N3O2S2 میباشد. نام شیمیایی این دارو 4- آمینو-N - (1و3-تیازول-2- ئیل) بنزن سولفونامید است. این دارو به عنوان ادرار آور، مهار کننده آنزیم کربونیک انیدراز و یا ضد تشنج کاربرد دارد و از جمله موارد استعمال آن میتوان به درمان مکمل در برخی از بیماریهای ویروسی و باکتریایی مانند عفونتهای پنومونی و یا سایر عفونتهای ریه و عفونتهای مجاری ادراری اشاره نمود (21). سولفاستامید دارای نام علمی N-(4-آمینوفنیل) سولفونیل استامید و فرمول مولکولی C8H10N2O3S میباشد. کاربرد بالینی متداول این دارو در ترکیب با دو داروی سولفونامیدی دیگر به نام سولفاتیازول و سولفابنزامید در ساختار پماد موضعی برای درمان عفونتهای خاص واژینال میباشد. استفاده از این داروها میتواند با بروز یک سری از عوارض جانبی مانند تهوع، سردرد، واکنشهای حساسیتی شدید و واکنشهای آلرژیک و ایجادکننده راشهای پوستی عمیق همراه باشد (17).
دوکسوروبیسین یک آنتی بیوتیک آنتراسایکلین است که به عنوان یکی از مؤثّرترین و پرمصرفترین عوامل شیمی درمانی در درمان لوکمیا ، لمفوما و انواع تومورهای جامد به کار میرود (22). اگرچه اثرات کاردیوتوکسیک این دارو، پتانسیل بالینی آن را تا حدی محدود میکند (31). دوکسوروبیسین در سطح سلولی بین دو باز آلی در DNA ی دو رشتهای وارد میشود و از این طریق باعث مهار RNA و DNA پلیمراز وابسته به DNA و در نتیجه مهار سنتز RNA و DNA و در نهایت آسیب به سازوکارهای تعمیر DNA میگردد. از طرفی این دارو با مهار کارکرد آنزیم توپوایزومراز II ساخت DNA را دستخوش اختلال میکند (22). این دارو با اتصال به لیپیدهای غشای پلاسمایی، بسیاری از کارکردهای سلولی را تحت تأثیر قرار میدهد. از آن جمله میتوان به تشکیل رادیکالهای آزاد مانندOH¯ اشاره نمود. سلولهای تیمار شده با دوکسوروبیسین ویژگیهای فعال شدن مسیر آپوپتوز و نیز توقف چرخه سلولی را از خود نشان میدهد که به همین علت به عنوان یک داروی مؤثر در شیمی درمانی سرطان کاربرد دارد (3، 7،30) .
در این پژوهش، تلاش بر این بود که نحوه اثر گذاری دو عضو از اعضای خانواده دارویی سولفونامیدها (سولفاستامید و سولفاتیازول) را از لحاظ کاهش تکثیر و بقاء سلولی به روی سلولهای سرطانی T-47D مورد بررسی قرار داده تا از این طریق بتوان در طراحی مشتقات جدید سولفونامیدی و یا سایر داروهای غیر سولفونامیدی که محل اثر آنها در محلی مشابه داروهای سولفونامیدی است گامهای مؤثرتری را برداشت.
مواد و روشها
مواد و دستگاهها: محیط کشت سلولRoswell Park Memorial Institute (RPMI)1640 و سرم جنین گاوی از شرکت Gibco (انگلستان) و محلول پنسیلین-استرپتومایسین از شرکت Roche (آلمان) خریداری گردید. محلول 3-[5،4- دی متیل تیازول-2-ئیل]-5،2-در فنیل تترازولیوم برومید (MTT) و محلول تریپسین-EDTA از شرکت سیگما (انگلستان) خریداری شد. کیتهای رنگ آمیزیAnnexin-V-FLOUS ، کیت رنگ آمیزی پروپیدیوم یدید (PI)، کیت سنجش فعالیت کاسپاز-3، کیت DNA Lddering و کیت '4،6-دی آمیدینو-2- فنیل ایندول (DAPI) همگی از شرکت Roche (آلمان) خریداری گردید. کیت استخراج RNA و کیت QuantiFast™ SYBR Green Real time RT-PCR master mix از شرکت کیاژن (آمریکا) تهیه شد. آنزیم رونوشت بردار معکوس (RevertAidTM M-MuLV reverse transcriptase) و پرایمر رندوم هگزامر از شرکت Fermentas (آلمان) خریداری گردید. خریداری داروی دوکسوروبیسین از شرکت Ebewe-Pharma )اتریش( و سولفاستامید و سولفاتیازول از شرکت سینا دارو صورت گرفت. دستگاه ثبت اِلایزا ساخت شرکت Rayto (چین)؛ میکروسکوپ فلوئورسانس ساخت شرکت Axisplan2 Zeiss (آلمان)؛ طیف نور سنج فلوئورسانس مدل MPF-4A ساخت شرکت HITACHI (ژاپن)؛ طیف نورسنج Nanodrop ساخت شرکت Thermsientific (آمریکا) بودهاند و دستگاه فلوسیتومتر ساخت شرکت Partec (آمریکا) مجهز به نرم افزار FloMax بوده است.
رده سلولی، شرایط کشت سلولی و تیمار سلولی: T-47D رده سلولهای چسبنده با منشأ اپیتلیالی مجاری شیری از بانک سلولی ایران (با کد ATCC HTB-133) تهیه گردید. RPMI-1640 غنی شده با سرم جنین گاو (10 درصد حجم/حجم) و محلول پنیسیلین/استرپتومایسین (1 درصد حجم/حجم) به منظور فراهم کردن محیط مناسب برای رشد بهینه سلولها انتخاب و استفاده گردید. سلولها تحت شرایط کنترل شده دما (37 درجه سانتی گراد) و اتمسفر مرطوب حاوی CO2 (5 درصد حجم/حجم) کشت داده شد. با توجه به نتایج حاصل از سنجش MTT میزان LC50 برای داروهای سدیم سولفاتیازول، سدیم سولفاستامید و دوکسوروبیسین بعد از 48 ساعت به ترتیب mM5/6 ، mM 41 و mM 3-10 × 337/0 به دست آمد. محلولهای دارویی با غلظتهای مورد نظر پس از حل کردن مقدار گرم لازم از داروها در محیط کشت ساخته شد و با بهره گیری از فیلترهای μm 22/0 استریل گردید. در شرایط استریل، تعویض محیط کشت سلول (فلاسکهای سلولی با پراکنش سلولی 80 درصد) با محلولهای دارویی از پیش ساخته شده (با غلظتهای مورد نظر از دارو) انجام شد و پس از گذشت 48 ساعت برداشت سلولی صورت گرفت. در زمان برداشت سلولی، بعد از تخلیه محیط کشت حاوی دارو، سلولها تریپسینه و پس از انکوباسیون در دمای 37 درجه سانتی گراد (حدود 3 تا 5 دقیقه) ازکف فلاسک جدا شدند و با استفاده از بافر فسفات-سالین، سه بار در دمای 4 درجه سانتی گراد و در دور rpm2500 مورد شستشو قرار گرفتند و سپس به فریزر 70- درجه سانتی گراد انتقال یافتند.
آزمون MTT: بر اساس این آزمون، در هر یک از چاهکهای یک پلیت 96 خانهای، 104 سلول انتقال و کشت داده شد. پس از رسیدن به تراکم 80 درصد، محیط کشتِ حاوی غلظتهای مختلف دارو با محیط قبلی جایگزین و سلولهای کشت داده شده در سه پلیت مجزا برای زمانهای انکوباسیون 24، 48 و 72 ساعت در شرایط کشت نگهداری شد. هر غلظت از دارو در سه چاهک تکرار شده و از سوی دیگر آزمایش در حداقل سه تکرار مجزا برای هر زمان انکوباسیون صورت گرفت به نحوی که برای هر غلظت دارو حداقل نه تکرار موجود باشد. بعد از گذشت زمانهای مورد نظر، به هر چاهک ml25 از محلول ذخیرهی MTT با غلظت mg/ml4 یا µg/well 100 افزوده و پس از گذشت زمان سه ساعت، با افزودن μl100 حلال دی متیل سولفوکساید (DMSO) میزان محصول فورمازان تولید شده توسط دستگاه الایزا در طول موج 570 نانومتر تعیین گردید. توان زیستی سلولهای تیمار شده با دارو (در هر غلظت از دارو) به شکل نسبت درصد جذب نوری فورمازان تولیدی در نمونه در قیاس با میزان جذب نوری فورمازان تولیدی در شاهد منفی (سلولهای بدون تیمار دارویی) تعیین و در یک منحنی دوبعدی (درصد توان زیستی یا بقاء سلولها در مقابل غلظت دارو) نشان داده شد. با استفاده از این منحنی میتوان LC50 را برای داروهای مورد نظر محاسبه و تعیین نمود.
بررسی ریخت شناسی سلولها با استفاده از میکروسکوپ فلوئورسانس: بررسی حضور فسفاتیدیل سرین در نیم غشاء خارجی سلولها به عنوان یک ویژگی مهم در سلولهای آپوپتوزی، به همراه نفوذ پروپیدیوم یدید به داخل هسته سلولهای آپوپتوزی پیر و یا سلولهای نکروزی با بهره گیری از کیت رنگ آمیزی Annexin-V-FLOUS و میکروسکوپ فلوئورسانس صورت گرفت (10). در این روش سلولها به روی لاملهای پوشانده شده با پلی ال- لیزین 1 درصد در پتری دیشهای با قطر cm 3 کشت داده شد و پس از 24 ساعت با تخلیه محیط کشت رویی، محیط کشت حاوی غلظت LC50 دارو (سدیم سولفاتیارول، سدیم سولفاستامید) افزوده گردید. پس از طی شدن زمان انکوباسیون مورد نظر (48 ساعت) محلول رنگی Annexin V-FITC ( µg/ml 20) و پروپیدیوم یدید ( µg/ml 20) به مدت 15-10 دقیقه و در دمای 25-15 درجه در تاریکی در مجاورت سلولها قرار گرفت. سپس با برگرداندن لامل به روی یک لام شیشهای تمیز تصاویر سلولی در درشت نماییهای مختلف در زیر میکروسکوپ فلوئورسانس (طول موج تحریکی nm 500-450 و طول موج ثبتی nm 565-515) در حداقل زمان ممکن و به دور از نورِ محیطی مورد رؤیت قرار گرفت. برای جلوگیری از خشک شدن لامل و افزایش وضوح تصویر ml 5-3 Mounting Media در فاصله لام و لامل قرار داده شد.
سنجش آپوپتوز و نکروز و بررسی چرخهی تقسیم سلولی با بهره گیری از روش فلوسیتومتری: به منظور تعیین تعداد سلولهای آپوپتوزی و نکروزی در یک جمعیت سلولی تیمار شده با هر دارو و قیاس آن با جمعیت سلولی در شاهد منفی، رنگ آمیزی سلولها با دو رنگ Annexin-FITC و پروپیدیوم یدید ( PI ) طبق دستور کار کیت انجام گرفت. تجزیه وتحلیل دادهها با استفاده از نرم افزار دستگاه و در پی تقسیم بندی در منحنی دوبعدی Annexin-FITC علیه PI به چهار ناحیه Q1 تا Q4 صورت گرفت. در این تقسیم بندی، ناحیه Q1 نمایانگر سلولهای نکروزی با ویژگی ¯Annexin-FITC و PI+؛ ناحیهی Q2 نمایانگر سلولهای آپوپتوز شده پیر با ویژگی +Annexin-FITC و PI+ ؛ ناحیه Q3 نمایانگر سلولهای سالم با ویژگی ¯Annexin-FITC و ¯PI و ناحیه Q4 نمایانگر سلولهای آپوپتوزی جوان با ویژگی Annexin-FITC+ و ¯PI میباشد (13 و 20). همچنین برای اندازه گیری محتوای DNA در سلولهای یک جمعیت سلولی، به منظور مقایسهی نحوه توزیع سلولها در فازهای مختلف چرخه سلولی در نمونههای تیمار شده با دارو و نمونه کنترل منفی، از نشانگر DAPI استفاده شد. در این روش، تعداد 105 ×5 سلول در دمای 4 درجه سانتی گراد برای مدت 30 دقیقه در تاریکی با محلول DAPI در بافر PBS با غلظت µg/ml 10 حاوی 6 درصد TritonX-100 انکوبه گردید. سپس نشر فلوئورسانس نشانگرِ به کار رفته پس از برانگیختگی در طول موج nm 359 ثبت گردید. ثبت فوتونهای نشری در طول موج nm 461 و تجزیه و تحلیل دادهها به روی منحنی دوبعدی تعداد سلولها در برابر سطح زیر پیک (Area) با استفاده از نرم افزار FloMax انجام شد.
سنجش میزان فعالیت آنزیم کاسپاز-3 : به منظور کمّی نمودن میزان فعّالیّت کاسپاز-3 در عصاره سلولهای تیمار شده با دارو در مقایسه با نمونه کنترل منفی، از کیت سنجش فعالیت کاسپاز-3 استفاده شد. در این کیت از AC-DEVD-AFC به عنوان سوبسترای آنزیم کاسپاز-3 استفاده گردید. آبکافت آنزیمی ِپیوند AFC- سوبسترا موجب رهاسازی AFC در آن و افزایش نشر در طول موج nm 505 میگردد. میزان رنگِ فلوئورسنتِ ایجاد شده بر اثر شکست پروتئولیتیکِ سوبسترای کاسپاز، میزان فعالیت کاسپاز-3 را در عصاره سلولی استخراج شده را نشان میدهد. در اینجا پس از شستشوی سلولهای برداشت شده از فلاسکهای سلولی، فروپاشی سلولها به منظور تهیه عصاره سلولی انجام شد. سپس با استفاده پلیت چندخانه مخصوص کیت، به چاهکهای مورد نظر ml 100 از محلول آنتی کاسپاز- 3 اضافه و پس از انکوبه کردن به مدّت یک ساعت در دمای 37 درجه سانتی گراد با ml 200 بافرblocking جهت مسدود کردن نقاط اتصال غیر اختصاصی چاهکها جایگزین شد. پس از 30 دقیقه انکوباسیون در دمای محیط، بافر مسدود کننده خارج و چاهکها سه بار با بافر انکوباسیون مورد شستشو قرار گرفت. به هریک از چاهکها ml 100 از عصارهی سلولی تهیّه شده اضافه و پس از یک ساعت انکوباسیون در دمای 37 درجه سانتی گراد، عصاره سلولی خارج و چاهکها سه بار با بافر انکوباسیون شسته شد. سپس ml 100 از محلول سوبسترای تازه تهیّه شده (AC-DEVD-AFC) به چاهک افزوده و به مدت 1 ساعت در دمای 37 درجه سانتی گراد انکوبه گردید. مایع رویی حاوی مقادیر مشخصی از سوبسترای برش خورده و AFC آزاد شده است و در نتیجه میزان فلوئورسانس آن، معرف فعّالیّت آنزیم در عصاره سلولی میباشد. میزان فلوئورسانس AFC آزاد شده توسط دستگاه فلوئورواسپکتروفوتومتر، با تهییج نمونه در طول موج تحریکی 400 نانومتر و طول موج نشری 505 نانومتر مورد سنجش قرار گرفت.
بررسی الگوی شکست نردبانی DNA : پس از اثردهی دارو بر سلولها و گذشت زمان انکوباسیون 48 ساعت، استخراج و تخلیص DNA به منظور بررسی الگوی نردبانی آن با استفاده از کیت Apoptotic DNA Ladder Kit انجام گرفت. اساس کارکرد این کیت بر اتصال اختصاصی مولکولهای DNA به glass fiber fleece در حضور نمک کائوتروپیک و گوانیدین هیدروکلراید استوار گشته است. روش انجام کار بر اساس دستور کار کیت به صورت زیر میباشد: تعداد 106×2 از سلولهای تیمار شده با دارو توسط بافر فروپاشاننده و اتصال یابنده به DNA، فروپاشانده و عصاره حاصل از فیبرهای شیشهای مستقر در لوله سانتریفیوژ عبور داده شد. این بافر حاوی گوانیدین هیدروکلراید M6، اوره mM10، تریس هیدروکلراید mM10، Triton X-100 (20 درصد حجم / حجم) با pH نهایی 4/4 میباشد. جداسازی اجزای سلولی از DNA متصل شده به فیبرها با انجام سانتریفیوژ در rpm8000 به مدت یک دقیقه صورت گرفت و پس از شستشوی لوله سانتریفیوژ، DNA به کمک محلول نمکی ضعیف (تریسmM 10با 5/8pH ) استخراج و جمع آوری گردید. غلظت DNA با روش جذب خوانی تعیین شد و معادلmM 3-1 از آن به روی ژل آگارز 1 درصد در بافر TBE انتقال یافت تا الکتروفورز آن به مدت 5/1 ساعت تحت ولتاژ 75 ولت صورت پذیرد. در اینجا از عصاره سلولهای U937 تیمار شده با غلظت µg/ml 4 ازداروی کمپتوتسین (Camptothecin) به عنوان نمونه کنترل مثبت استفاده شد. تیمار سلولها با این دارو موجب القاء آپوپتوز درحدود 30 درصد میگردد که الگوی نردبانی DNAی آن به روی ژل آگارز قابل مشاهده میباشد.
Real time RT-PCR : RNA با استفاده از کیت RNeasy Plus Mini Kit بر اساس دستورالعمل کیت استخراج شد. cDNA با استفاده از آنزیم رونوشت بردار معکوس (RevertAidTM M-MuLV) و پرایمرهای رندوم هگزامر ساخته شد. Real Time Quantitative RT-PCR با استفاده از کیت QuantiFast™ SYBR Green PCR Master Mix طبق دستورالعمل کیت و بر اساس برنامهی واسرشتگی اولیه در 95 درجه سانتی گراد به مدت 5 ثانیه و به دنبال آن 40 سیکل مشتمل بر 95 درجه سانتی گراد برای 10 ثانیه، توقف در دمای اتصال اختصاصی پرایمر برای مدت 25 ثانیه و تامین زمان لازم برای عملکرد آنزیم در 72 درجه سانتی گراد برای 30 ثانیه با استفاده از دستگاه Corbett Rotor-Gene 6000 انجام شد. آنالیز دادهها با کمک نرم افزار Corbett Rotor-Gene 6000 و به روش ΔΔCT انجام شد. لیست و توالی پرایمرهای مورد استفاده که توسط شرکت TAG Copenhagen (دانمارک) تهیه شده در جدول 1 آمده است.
جدول1- توالی پرایمرها
ژن |
توالی پرایمر |
Akt1 |
پرایمر پیشرو: 5'-CCAGATGGAAAGACGTTTTTGTG-3' پرایمر پسرو: : 5'-GAGAACAAACTGGATGAAATAAA-3' |
Akt2* |
پرایمر پیشرو: : 5'-CTGCGGAAGGAAGTCATCATTGC-3' پرایمر پسرو: : 5'-CGGTCGTGGGTCTGGAAGGCATAC-3' |
GAPDH |
پرایمر پیشرو: CAGGTGGTCTCCTCTGACTTCAACAG-3': 5'- پرایمر پسرو: : 5'-AGGGTCTCTCTCTTCTTCCTCTTGTGCTCT-3' |
mTOR |
پرایمر پیشرو: 5'-TTTCCCCAAAACTTCTGATGTGCC-3' پرایمر پسرو: 5'-CGGTGCTATGGACTGAATGCGAATG-3' |
PTEN |
پرایمر پیشرو: : 5'-TGGCTAAGTGAAGATGACAATCATG-3' پرایمر پسرو: GCACATATCATTACACCAGTTCGT-3': 5'- |
Atg5 |
پرایمر پیشرو: 5'-GTGAGATATGGTTTGAATATGAAGGC-3' پرایمر پسرو: 5'-CTCTTAAAATGTACTGTGATGTTCCAA-3' |
*با توجه به اینکه در سلولهای T-47D واریانت Akt3 بیان نمیشود، لذا در اینجا بیان دو واریانت 1 و 2 بررسی شده است.
نرم افزارهای رایانه ای و تجزیه و تحلیلهای آماری: پردازش دادههای فلوسیتومتری با استفاده از نرم افزار FloMax انجام و تجزیه و تحلیلهای آماری به منظور انجام آزمون آماری ANOVA یک طرفه (با توجه به توزیع نرمال دادهها) در سطح 05/0p< با استفاده از نرم افزارهای SPSS16 و 2007 Excel صورت گرفت. پردازش دادههای Real time RT PCR با استفاده از نرم افزار Rotor Gene 6000 به روش ΔΔCT و آنالیز آماری آن با استفاده از نرم افزار SPSS16 به روش t- test در سطح معناداری 05/0p< انجام شد.
نتایج
کاهش توان زیستی سلولهای T-47D در حضور سدیم سولفاتیازول، سدیم سولفاستامید و دوکسوروبیسین : به منظور تعیین رابطه اثر دارو با زمان، نمونهها بعد از گذشت زمان 24، 48 و 72 ساعت در محدوده غلظتی تعیین شده و میزان توان زیستی سلولها پس از تیمار دارویی در قیاس با نمونه شاهد منفی محاسبه گردید. نمودار جذب نوری محلول فورمازان در حلال DMSO، که بر اساس غلظتهای افزاینده دوکسوروبیسین و سدیم سولفاتیازول و سدیم سولفاستامید رسم شده است (شکل1). نشان دهنده اثرات بازدارندگی وابسته به غلظت دارو در رشد و تکثیر سلولها در محدوده غلظتی صفر تا mM 4-10×6 برای دوکسوروبیسین و محدوده غلظتی صفر تا mM 50 برای سدیم سولفاتیازول و سدیم سولفاستامید میباشد. در شکل 1 ارتباط میزان توان زیستی سلولها با افزایش غلظت دارو نشان داده شده است. با استفاده از این نمودار غلظت مؤثر دارو برای کاهش 50 درصدی رشد و تکثیر سلولها (LC50) در زمانهای 24، 48 و 72 ساعت محاسبه و در 48 ساعت برای دوکسوروبیسین، سدیم سولفاتیازول و سدیم سولفاستامید به ترتیب برابر با µM 33/0، mM 5/6 و mM 41 مشخص شده و در تمامی مطالعات انجام شده در این مقاله جهت تشخیص نوع اثر بازدارندگی دارو مورد استفاده قرار گرفته است.
ج بازدارندگی 50 درصدی (LC50) دارو |
شکل 1- منحنی توان زیستی سلولهای T-47D برحسب افزایش غلظت دوکسوروبیسین، سدیم سولفاتیازول و سدیم سولفاستامید. درصد توان زیستی سلولها در مقایسه با نمونه کنترل منفی پس از تیمار با غلظتهای مختلف داروها به مدّت 24، 48 و 72 برای سدیم سولفاستامید و سدیم سولفاتیازول و 24 و 48 ساعت برای دوکسوروبیسین محاسبه گردیده است. منحنی حاصل نشان دهنده اثر بازدارندگی دوکسوروبیسین، سدیم سولفاتیازول و سدیم سولفاستامید بر روی توان زیستی سلولها به صورت تابعی از غلظت و زمان میباشد. هریک از نقاط، میانگین نتایج حاصل از حداقل سه آزمون مستقل ± خطای معیار میباشد.
عدم مشاهده آپوپتوز یا نکروز در سلولهای T-47D تیمار شده با سدیم سولفاتیازول، سدیم سولفاستامید و دوکسوروبیسین در بررسی میکروسکوپ فلوئورسنت و فلوسیتومتری: پس از تیمار دارویی سلولها با سدیم سولفاتیازول و سدیم سولفاستامید (به مدت 48 ساعت در غلظت LC50) و رنگآمیزی با Annexin-PI، در یک جمعیت سلولی استقرار یافته در سطح لام، پیدایش علائم آپوپتوزی تنها در مورد تعداد بسیار کمی از سلولها در میکروسکوپ فلوئورسنت مشاهده شد.
(a1) |
(a2) |
(b1) |
(b2) |
c |
شکل2- مشاهده ریخت شناسی سلولهای آپوپتوزی و نکروزی توسط میکروسکوپ فلوئورسنت. همان طور که در شکل مشاهده میشود پس از رنگ آمیزی همزمان سلولهای تیمار شده باPI و Annexin-FITC ، سلولهای نکروزی با جذب PI، سلولهای آپوپتوزی جوان با Annexin-FITC و سلولهای آپوپتوزی پیر با هر دو مادۀ PI و Annexin-FITC رنگ میگیرند. تعداد سلولهای رنگ گرفته نسبت به مساحت میدان دید و در تکرارهای متعدد بسیار کم بوده است که علاوه بر تایید صحت کارکردی کیت Annexin-V-FlTC در روش فلوسیتومتری (شکل 3)، نشان دهنده درصد بسیار ناچیز بروز آپوپتوز در سلولهای تیمار شده با داروهای سدیم سولفاتیازول (a1,a2) سدیم سولفاستامید (b1, b2) میباشد. میدان دید میکروسکوپی برای نمونه شاهد منفی نیز در تصویر (c) نشان داده شده است.
در طی آپوپتوز، سلولهای آپوپتوزی به علت سست شدن اتصالات بین سلولی با ماده زمینهای، به شکل کروی مشاهده میشوند که به علت تظاهر فسفاتیدیل سرینهای غشائی به روی سطح خارجی غشاء و رنگآمیزی آنها با Annexin-FITC به رنگ سبز درخشان درمیآیند (شکل2). در سلولهایی که در مراحل انتهایی آپوپتوز قرار دارند و یا نکروزه شدهاند، نفوذ پذیری غشاء افزایش نشان میدهد و در نتیجه خصوصیت رنگ پذیری هسته با PI به علت تجمع رنگ قرمز در هسته تظاهر مییابد (شکل 2).
از جمله تفاوتهای مهم بین سلولهای آپوپتوزی پیر با سلولهای نکروزی عدم رنگ پذیری غشاء پلاسمایی در سلولهای نکروزی با رنگ Annexin-FITC است (شکل a-b2). بدیهی است که سلولهای زنده در میدان دید میکروسکوپ فلوئورسنت به علت عدم رنگ پذیری با رنگهای فلوئورسنت قابل تشخیص نمیباشند و تنها با استفاده از امکانات فاز کنتراست قابل رؤیت هستند (شکل c2).
به منظور دستیابی به مقادیر عددی القاء آپوپتوز و نکروز، آزمون فلوسیتومتری با نشانگرهای PI و Annexin-FITC انجام گرفت. سلولهای وارد شده به دستگاه فلوسیتومتر بر اساس اختلاف در میزان نشر رنگهای فلوئورسین ایزوتیوسیانات (FITC) و پروپیدیوم یدید ( PI ) که جذب سلول شدهاند مورد تفکیک قرار گرفتند. در ابتدا در یک جمعیت سلولی فاقد رنگ، تعیین حدود اصلی سلولها (ناحیه R1) و حذف نقاط نامناسب با استفاده از منحنی دوبعدی (FSC) در برابر (SSC) صورت گرفت. در نمودار دوبعدی Annexin-FITC در برابر PI محاسبات مورد نظر با توجه به حدود اصلی جمعیت سلولی به روی چهار ناحیهی اصلی Q1 تا Q4 انجام پذیرفت و درصد سلولهای سالم، آپوپتوزی و نکروزی مشخص گردید (شکل 3). در اینجا با توجه به نوع نتیجهگیری موجود در اغلب منابع، مجموع درصد سلولهای قرار گرفته در نواحی Q2 و Q4 به عنوان درصد کل وقوع آپوپتوز (سلولهای آپوپتوز شده پیر و جوان) در نظر گرفته شد (جدول2) (8،14،34). در این حالت سلولهای قرار گرفته در نواحی Q1 و Q3 به ترتیب، معرف سلولهای نکروزی و سالم میباشد. در جدول2 به مجموع اعداد نواحی Q1 و Q2 نیز اشاره گردیده که در برخی از منابع به عنوان درصد کل وقوع نکروز مورد استناد قرار گرفته است (6). بدیهی است که در چنین حالتی ناحیه Q4 به تنهایی درصد کل سلولهای آپوپتوزی را نشان خواهد داد. اشاره به هر دو روش محاسبهای فوق از آنجا صورت گرفته است تا مشخص گردد محاسبه وقوع آپوپتوز و نکروز با توجه به هرکدام از دو روش فوق که صورت گیرد در حصول این نتیجه که درصد کل وقوع آپوپتوز و نکروز در زمان تیمار دارویی بسیار کم بوده است تأثیری را نخواهد داشت.
بررسی فلوسیتومتری نحوه تغییر توزیع فازهای چرخه سلولی در سلولهای T-47D تیمار شده با سدیم سولفاتیازول، سدیم سولفاستامید و دوکسوروبیسین : همانطور که در شکل 4 و 5 مشاهده میشود در نتیجه تیمارسلولها با دوکسوروبیسین تغییرات مشخصی در جابجایی پراکنش سلولها در مراحل مختلف چرخه سلولی مشاهده میشود که جابجایی سلولها از مرحله G1 به مرحله S (و به میزان کمتر به مرحله ی G2/M) میباشد. در حضور داروهای سدیم سولفاستامید و سدیم سولفاتیازول پراکنش سلولها به نسبت نمونهی شاهد تغییرات محسوسی را ندارد و از این جهت نمیتواند کاهش 50 درصدی رشد و تکثیر سلولی در زمان تیمار با این داروها را توجیه نماید. اما در مقابل، توقف چرخهی سلولی در مرحله S ( انتقال از G1 به S به میزان 24 درصد) و G2 (انتقال از G1 به G2 به میزان 12 درصد) در سلولهای تیمار شده با دوکسوروبیسن میتواند دلیل قانع کنندهای را در مورد سازوکار اثر این دارو در ممانعت از تکثیر سلولی ارائه نماید.
شکل 3-الف) نمودار دوبعدی Annexin-FITC علیه PI مربوط به یکی از تکرارهای آزمون فلوسیتومتری. نمودارهای دو بعدی حاصل از مطالعات فلوسیتومتری نشان میدهد که درصد سلولهای آپوپتوزی و نکروزی تفاوت فاحشی را با نمونه کنترل منفی (سلولهای تیمار نشده) ندارد. محدوده اندازهی سلولهای مورد بررسی، روی نمودار FSC/SSC در نمونه سلولهای سالم فاقد رنگ و بر اساس اندازهی طبیعی سلولها تعیین گردیده است.
افزایش فعالیت کاسپاز-3 در سلولهای T-47D تیمار شده با سدیم سولفاتیازول، سدیم سولفاستامید و دوکسوروبیسین در مقایسه با کنترل منفی: کاسپاز-3 یک آنزیم کلیدی است که در تمام مسیرهای فرآیند آپوپتوز فعالیّت دارد و مسئول فعّال و یا غیرفعّال کردن طیف گستردهای از زیست مولکولها و ایجاد خصوصیات ویژه این فرآیند در سلول است. بررسی تغییر فعالیت کاسپاز-3 میتواند به عنوان نشانگر مهمّی برای ورود سلولها به مسیر مرگ برنامه ریزی شده سلولی تلقی گردد و در آزمونهای سلولی جهت بررسی کمّی اثر فعّال کنندهها و مهار
کنندههای مرگ سلولی استفاده گردد (2،27).
جدول2 - نتایج عددی آزمون فلوسیتومتری. نتایج مربوط به انواع سلولهای آپوپتوزی، نکروزی و سالم برای حداقل دو تکرار آزمایش به شکل درصد میانگین سلولها ± خطای معیار گزارش شده است. نواحی Q1، Q2، Q3 و Q4 و نیز Q1+Q2 و Q2+Q4 به ترتیب نشان دهنده نواحی (PI+/Anx¯) ، (PI+/Anx+)، (PI¯/Anx¯)، (PI¯/Anx+) و (PI+) و (Anx+) میباشند.
G1 |
G1 |
G1 |
G2 |
S |
G2 |
S |
G1 |
S |
S |
G2 |
G2 |
S |
G2 |
G1 |
شکل4 - بافت نگار دوبعدی چرخه سلولی در سلولهای T47-D با بهره گیری از روش فلوسیتومتری و رنگ آمیزی با DAPI. در این نمودار FL4-A نمایانگر سطح زیر منحنی علائم ثبت شده برای هر سلول رنگ شده باDAPI ، در زمان عبور از مقابل پرتو لیزر میباشد. همان طور که در شکل
مشاهده میشود، نواحی زنگولهای مشخص شده از چپ به راست معرف درصد سلولهای موجود در فاز G1 ، S و G2/M میباشد.
* |
* |
* |
شکل 5- بافت نگار ستونی درصد سلولها علیه فازهای چرخه سلولی. درصد سلولهای موجود در سه فاز چرخه سلولی G1، S، G2/M در چهار نمونه کنترل منفی،دوکسوروبیسین، سدیم سولفاتیازول و سدیم سولفاستامید نشان داده شده است. خطای معیار برای نمونه های ذکر شده نیز در روی شکل مشخص شده است. تفاوت معنادار در 05/0> p نسبت به کنترل منفی با * مشخص شده است.
مقایسه میانگین میزان نشر فلوئورسانس حاصل از سه بار تکرار در سلولهای تیمار شده با دوکسوروبیسین، سدیم سولفاتیازول و سدیم سولفاستامید در قیاس با نمونه شاهد منفی به ترتیب نمایانگر افزایش 8/2، 2/2 و 5/1 برابری فعالیت کاسپاز-3 میباشد (شکل 6). این افزایش نشر نمونههای تیمار شده با دارو به خودی خود نشان دهنده افزایش فعّالیّت آنزیم کاسپاز-3 در زمان مجاورت سلولها با داروها میباشد.
شکل6- بافت نگار مربوط به فعالیت کاسپاز-3. فعالیت آنزیمی در دمای 27 درجه سانتی گراد در عصاره سلولی استخراج شده از تعداد 106×2 سلول و بر اساس دستورالعمل کیت سنجیده شده و میزان نشر AFC آزاد شده توسط طیف نورسنج فلوئورسانس اندازه گیری شده است. سطح معناداری تست آماری به کار رفته 05/0 > p میباشد.
عدم مشاهده قطعه قطعه شدن DNA در سلولهای T-47D تیمار شده با سدیمسولفاتیازول، سدیمسولفاستامید و دوکسوروبیسین در مقایسه با شاهد منفی و کنترل مثبت کیت: قطعه قطعه شدنDNA کروماتینی یکی از نشانههای وقوع مرگ سلولی است. در مرگ ناگهانی سلول (نکروزی) DNA بدون نظم مشخص و به صورت اتّفاقی از نقاط مختلف شکسته میشود در حالی که در مراحل انتهایی فرآیند آپوپتوزی، بر اثر فعّال شدن آنزیمهای اندونوکلئاز درونی به وسیله کاسپازها، DNA کروموزومی از نواحی بین نوکلئوزومی بریده و قطعات یک و یا چند نوکلئوزومی ایجاد میگردد. در شکل (7) از راست به چپ تصویر کنترل مثبت فراهم شده توسط کیت (از عصاره سلولهای U937 تیمار شده با غلظت µg/ml 4 از داروی کمپتوتسین که موجب القای آپوپتوز به میزان 30 درصد میگردد)، کنترل منفی (سلولهای تیمار نشده)، سلولهای تیمارشده با دوکسوروبیسین، نمونه نردبان وزنهای مولکولی، سلولهای تیمار شده با سدیم سولفاستامید و سدیم سولفاتیازول نشان داده شده است. همانطور که مشاهده میشود به جز نمونه کنترل مثبت در سایر نمونهها، الگوی شکست نردبانی DNA مشخص نمیباشد.
شکل7- الگوی شکست نردبانی DNA در سلولهای تیمار شده با سدیم سولفاستامید، سدیم سولفاتیازول و دوکسوروبیسین در مقایسه با شاهد منفی و کنترل مثبت کیت. از سمت راست به چپ تصویر الگوی سلولهای کنترل مثبت فراهم شده توسط کیت ( از عصاره سلولهای U937 تیمار شده با غلظت µg/ml 4 ازداروی کمپتوتسین)، کنترل
منفی (سلولهای تیمار نشده)، سلولهای تیمارشده با دوکسوروبیسین، نمونه نردبان وزنهای مولکولی، سلولهای تیمار شده با سدیم سولفاستامید و سلولهای تیمار شده با سدیم سولفاتیازول مشاهده میشود. عدم ظهور الگوی نردبانی در نمونه تیمار شده با داروهای سولفونامیدی و در نمونهی تیمار شده با دوکسوروبیسین حاکی از عدم وقوع و یا وقوع کم آپوپتوز میباشد. مشاهده الگوی نردبانی در نمونه کنترل مثبتِ کیت، صحت کارکرد کیت را نشان میدهد.
مطالعهی مسیر بقاء سلولی در سلولهای T-47D در حضور سولفاتیازول و سولفاستامید: همانطور که در نمودار1 و جدول3 نشان داده شده است نتایج حاصل از Real time RT-PCR نشان دهنده افزایش بیان ژن PTEN و کاهش بیان ژنهای Akt1 ، Akt2 و mTOR در حضور سولفاتیازول میباشد. بدیهی است که افزایش بیان PTEN به عنوان فسفاتاز مهار کننده مسیر Akt میتواند باعث کاهش توان زیستی سلولها در حضور دارو گردد (15). کاهش ارسال علائم بقاء سلولی از کاهش سطح بیان ژنهای Akt1، Akt2 و mTOR نیز قابل پیش بینی میباشد. از سوی دیگر با توجه به اشکال و اعداد آورده شده در نمودار1 و جدول3 مشخص میگردد که مسیر Akt با توجه به کاهش بیان PTEN و افزایش رونویسی Akt1 ، Akt2 و mTOR در حضور سولفاستامید تقویت شده است که از این منظر با کاهش مشخص توان زیستی سلولها در حضور این دارو مغایرت دارد. این موضوع در قسمت بحث با استناد بر راه اندازی مسیر اتوفاژی بقاء (cytoprotective autophagy) توضیح داده خواهد شد. استناد ما بر راه افتادن مسیر اتوفاژی از طریق بررسی سطح بیان ژن Atg5 به عنوان یکی از مهمترین ژنهای دخیل در شکل گیری اتوفاگوزومها (36) صورت گرفته و در نمودار1 و جدول3 نشان داده شده است.
بحث
طیف وسیع اثرات دارویی خانواده سولفونامیدها و گزارشهای ضد و نقیضی که در مورد سازوکار اثرگذاری این داروها ارائه شده بود، در کنار نتایج به دست آمده از پژوهشهای قبلیِ مؤلفین در رابطه با نحوه اثرگذاری داروهای استازولامید و سولفابنزامید که سازوکار اثرگذاری این دو دارو را از طریق مسیرهای ناشناختهای به غیر از آپوپتوز و توقف چرخه سلولی مشخص نموده بود (1،23) تصمیم بر آن شد تا به بررسی قابلیّت مهارکنندگی دو عضو دیگر از اعضای این خانواده دارویی (سدیم سولفاتیازول و سدیم سولفاستامید) بر روی رده سلولی سرطان سینه (T-47D) پرداخته شود تا شاید از این طریق بتوان به سازوکار دقیق این گروه از داروها پی برد.
نمودار1- نتایج Real time RT PCR. تغییرات بیان ژنهای دخیل در فرآیند بقای سلولی با تکنیک Real time RT PCR بررسی گردید و دادهها به صورت میانگین عددی(-∆∆CT2) حاصل از تکرارهای مختلف آزمایش به همراه خطای معیار نشان داده شده است. سطح معناداری تست آماری به کار رفته 05/0 > p میباشد که نمونههای دارای اختلاف معنادار نسبت به کنترل منفی با علامت * در نمودار ستونی نشان داده شده است. بررسی بیان ژن Atg5 فقط برای سلولهای تیمار شده با سولفاستامید انجام شده است.
جدول3- نتایج عددی Real time RT PCR
میانگین -∆∆CT2 |
± خطای معیار |
ژن |
سولفاستامید |
سولفاتیازول |
|
42/0± 99/2 |
03/0±15/0 |
Akt1 |
19/0±85/1 |
02/0±12/0 |
Akt2 |
14/0±61/0 |
8/0±73/2 |
PTEN |
44/0±11/3 |
09/0±49/0 |
mTOR |
68/0± 66/3 |
--- |
Atg5 |
این تحقیق با توجه به آزمون MTT شاهد کاهش 50 درصدی تعداد سلولها بعد از تیمار دارویی 48 ساعته گردید (شکل1). اولین حدس در این خصوص، القاء آپوپتوز به عنوان عامل اصلی مرگ سلولی در زمان تیمار دارویی و کاهش درصد سلولها در حضور سدیم سولفاتیازول، سدیم سولفاستامید و دوکسوروبیسین بود. تصاویر حاصل از میکروسکوپ فلوئورسنت نشان داد که این دو دارو به میزان کمی سبب شکلگیری سلولهای آپوپتوزی و یا نکروزی شدهاند به شکلی که تنها جستجو در میدانهای دید مختلف در میکروسکوپ فلوئورسنت میتوانست تصاویر مناسبی را از سلولهای آپوپتوزی و یا نکروزی مشخص نماید (شکل 2). به منظور دستیابی به مقادیر عددی القاء آپوپتوز و نکروز در نمونههای شاهد منفی (سلولهای تیمار نشده با دارو)، سلولهای تیمار شده با دوکسوروبیسین و دو داروی سولفونامیدی، آزمون فلوسیتومتری با نشانگرهای PI و AnnexinV-FITC انجام شد. نمودارهای دو بعدی حاصل از مطالعات فلوسیتومتری نشان داد که درصد سلولهای آپوپتوزی و نکروزی تفاوت فاحشی را با نمونه کنترل منفی (سلولهای تیمار نشده) ندارد (شکل3 و جدول2). عدم القاء آپوپتوز و یا نکروز حتی برای دارویی چون دوکسوروبیسین نیز مشاهده میگردید علیرغم آنکه با توجه به گزارشهای رسیده انتظار میرفت مقادیر بالایی از آپوپتوز در حضور این دارو راهاندازی شده باشد (9،19). توانایی القاء آپوپتوز در سلولهای سرطانی T-47D را میتوان از طریق سنجش میزان فعّالیّت آنزیم کاسپاز-3 نیز مورد بررسی قرار داد. مطالعات ما نشان میداد که افزایش مشخصی درسنجش میزان فعالیت کاسپاز-3 وجود داشته است که به ظاهر مؤیّد به راه افتادن مسیرهای آپوپتوزی در سلولهای سرطانی T-47D در حضور سولفاستامید، سولفاتیازول و یا دوکسوروبیسین میباشد (شکل6). اگرچه در اغلب موارد فعّال شدن کاسپازها و متعاقباً سوبستراهای پایین دست با شکسته شدن DNA ژنومی از نواحی بین نوکلئوزومی و شکلگیری الگوی نردبانی همراه است (26)، امّا این موضوع در بررسیهای این تحقیق مشاهده نشد (شکل7). در اینجا، الگوی نردبانی مشخص حاصل از نمونه کنترل مثبت کیت، صحّت انجام روش را در مورد سایر نمونهها ثابت میکرد و از این لحاظ بدون هیچ گونه شبههای عدم بروز شکست نردبانی DNA ژنومی را علیرغم افزایش فعالیت کاسپاز-3 مورد تایید قرار میداد. در این راستا، افزایش مشاهده شدهی فعالیت آنزیمی کاسپاز-3 را (شکل 6) میتوان با توجه به وجود نقص در فرآیندهای مولکولی پایین دست کاسپاز-3 ازجمله عدم کارکرد درست DFF40 توضیح داد. این بدان معناست که علیرغم ثبت فعالیت آنزیمی کاسپاز-3 در شرایط آزمایشگاهی (که در زمان مجاورت با سوبسترای مصنوعی و نه DFF40 ثبت شده است)، در شرایط طبیعی سلول که این آنزیم میبایست به روی سوبستراهای طبیعی خود (مانند DFF40) اثرگذار باشد این اثرگذاری احتمالاً با توجه به وجود نقص در ساختار سوبسترا(ها)ی طبیعی (مانند DFF40) در سلول مشاهده نمیگردد و لذا بواسطه عدم فعال سازی DFF40 تجزیهی DNA و ظهور الگوی شکست نردبانی نیز مشاهده نمیگردد (شکل 7).
نتایج حاصل از فلوسیتومتری و آزمون DNA laddering هم راستا با نتایج میکروسکوپ فلوئورسنت نشان داد که آپوپتوز در زمان تیمار دارویی به میزان قابل توجهی القاء نشده است (شکل های 7 ،3، 2). لذا در اینجا، به منظور توضیحِ کاهش 50 درصدی تعداد سلولهای تیمار شده با داروهای سولفونامیدی و دوکسوروبیسین فرآیند توقف سلولها در یکی از فازهای چرخه سلولی مورد بررسی قرار گرفت. بررسیهای فلوسیتومتری با استفاده از نشانگر نشرزای DAPI نشان داد که تیمار سلولی با داروهای سولفونامیدی تغییر محسوسی را در پراکنش سلولها در فازهای مختلف چرخه سلولی در مقایسه با شاهد منفی به همراه ندارد (شکل 4 و 5). این در حالی بود که تیمار سلولها با دوکسوروبیسین جابه جایی مشخصی از سلولها را از مرحله G1 به مراحل S (معادل با 24 درصد) و G2 (معادل با 12 درصد) مجموعاً به میزان 36 درصد نشان میداد. همان طور که در مقدمه ذکر شد دوکسوروبیسین در DNA دورشته ای نفوذ میکند و باعث مهار RNA و DNA پلیمراز وابسته به DNA میشود و در نتیجه مهار ساختِ RNA و DNA را در پی دارد (22). از طرفی این دارو با مهار کارکرد آنزیم توپوایزومراز II و باقی ماندن تنش توپولوژی DNA در زمان همانندسازی موجب مهار ساخت DNA و در نتیجه توقف در فاز S میگردد (22). مطالعات انجام شده در این تحقیق نیز توقف چرخه سلولها در فاز S را در حضور دوکسوروبیسین تایید مینمود و به علاوه نشان میداد که دوکسوروبیسین توانایی آن را دارد که علاوه بر توقف در فاز S با اثرگذاری به روی عوامل مؤثر در کنترل چرخه سلولی در فاز G2 مدت زمان استقرار سلولها را در فاز G2 و در نتیجه مدت زمان لازم برای تقسیم سلولی را افزایش دهد (شکل 4 و 5). این کار احتمالاً با از کار انداختن فسفاتازی چون Cdc25 به عنوان عامل اصلی برداشت فسفات مهاری از روی کمپلکس CyclinB/Cdc2 و در نتیجه مهار این کمپلکس روی میهد.
برخی از گزارشها وجود جهش را در برخی از سلولهای سرطان سینه گزارش و علت سرطانی شدن را به فعالیت لگام گسیخته محور Akt نسبت دادهاند (4،18). بنابراین یکی از احتمالات در رابطه با نحوه اثرگذاری داروهای انتخابی در این پژوهش میتواند تحریک رونویسی از ژن PTEN و یا مهار محور Akt از طریق کاهش سطح بیان ژنهای Akt1، Akt2 و mTOR قلمداد گردد. همانطور که در نمودار1 و جدول3 نشان داده شده است در ارتباط با مسیر سلولی فعال شده در سلولهای تیمار شده با سولفاتیازول، کاهش سطح نسخه برداری از ژنهای Akt1، Akt2 و mTOR و افزایش نسخه برداری از ژن PTEN (فسفاتاز مهار کننده مسیر Akt (15)) بیانگر کاهش ارسال علائم بقاء سلولی میباشد. بدیهی است که در چنین وضعیتی، توان زیستی سلولهای تیمار شده در حضور سولفاتیازول در مقایسه با سلولهای تیمار نشده (کنترل منفی) کاهش مییابد. لذا کاهش توان زیستی سلولها در حضور سولفاتیازول و بروز اثرات ضد سرطانی آن نیازی به اثرگذاری به روی فرآیندهایی مانند آپوپتوز و یا توقف چرخه سلولی را نخواهد داشت. جالب است که در ارتباط با سلولهای تیمار شده با سولفاستامید نتایج فوق مبنی بر مهار محور Akt حاصل نشد (جدول3). اما این دارو قادر است تا از طریق دیگری مانند افزایش زمان لازم برای طی شدن تمامی مراحل چرخه سلولی (و نه یکی از مراحل خاص در چرخه سلولی نظیر آنچه در شکل معمول توقّف چرخه سلولی مشاهده میشود) باعث کاهش سرعت تقسیم سلولها گردد. این کار از طریق راه اندازی مسیر اتوفاژی امکان پذیر است که در آن با خورده شدن اندامکهایی نظیر میتوکندری و کاهش میزان تولید انرژی همه فعالیتهای سلولی از جمله چرخه سلولی دچار افت سرعت میگردند(5). اتوفاژی فرآیندی است که به طور طبیعی در زمان بروز یک تنش در محیط سلول (مانند تنش دارویی در اینجا) روی میدهد تا حیات سلول را از طریق کاهش سرعت انجام فرایندهای سلولی (از جمله تقسیم سلولی) و افزایش توان زیستی سلولها (افزایش توان زیستی را در اینجا که به دلیل فعالیت مسیر Akt حاصل شده است را نباید با کاهش توان زیستی در آزمون MTT که به علت کاهش سرعت تقسیم سلولی ایجاد شده اشتباه گرفت) تضمین نماید. به این نوع اتوفاژی cytoprotective autophagy یا اتوفاژی بقاء اطلاق میگردد (5). به منظور اثبات به راه افتادن مسیر اتوفاژی در حضور سولفاستامید، میزان بیان ژن Atg5 با روش Real time RT-PCR مورد سنجش قرار گرفت و افزایش 5/3 برابری آن در قیاس با شاهد منفی دقیقاً افزایش فعالیت این مسیر سلولی را در زمان تیمار سلولها با داروی سولفاستامید نشان میدهد (نمودار1 و جدول3).
بنابراین در کل میتوان گفت که سازوکار اثرگذاری داروی سولفاتیازول مهار مسیر Akt (کاهش توان زیستی سلولها) و سازوکار اثرگذاری داروی سولفاستامید راه اندازی مسیر اتوفاژی بقاء (کاهش سرعت تقسیم سولی) میباشد که هر دوی این سازوکارها در نهایت باعث کاهش تعداد سلولهای T-47D در زمان حضور دارو (در قیاس با جمعیت سلولی شاهد منفی) میشود.
تقدیر و تشکر
اعتبارات این کار توسط صندوق حمایت از پژوهشگران و فناوران کشور (INSF) و حوزه پژوهشی دانشگاه تهران فراهم شده است که بدین وسیله مراتب تشکر مؤلفین از این دو نهاد اعلام میگردد.
|