نوع مقاله : مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 عضو هیات علمی دانشگاه ارومیه

2 گروه زراعت دانشکده کشاورزی دانشگاه ارومیه

چکیده

غلظت بالای نمک در آب و خاک یکی از عمده‌ترین عوامل محدود کننده رشد و تولید گیاهان در سراسر جهان است. در این پژوهش اثرات تنش شوری بر فعالیت‌های فیزیولوژیک دو ژنوتیپ آفتابگردان روغنی در مرحله گیاهچه‌ای بررسی شد. آزمایش به‌صورت فاکتوریل بر پایه طرح کاملاً تصادفی با سه تکرار اجرا شد. فاکتور اول ژنوتیپ در دو سطح: C64 و C68 و فاکتور دوم شوری در پنج سطح: صفر، 2، 4، 6 و 8 دسی‌زیمنس بر متر تنش شوری بود. نتایج تجزیه واریانس نشان داد برهمکنش ژنوتیپ × تنش شوری در رابطه با صفات پرولین، کلروفیل کل و گایاکول پراکسیداز معنی‌دار است. با افزایش سطح تنش، محتوی پرولین و مالون دی‌آلدئید افزایش یافتند. از طرفی فتوسنتز خالص و میزان کلروفیل کل کاهش پیدا کردند که این کاهش در ژنوتیپ حساس (C64) نسبت به ژنوتیپ متحمل (C86) بیشتر بود. همچنین، با افزایش سطح شوری، فعالیت آنزیم گایاکول پراکسیداز در ژنوتیپ متحمل بیشتر از ژنوتیپ حساس بود. بنابراین بر اساس نتایج این آزمایش، واکنش متفاوت ژنوتیپ‌های متحمل و حساس در مواجهه با تنش شوری در سطح مولکولی تایید می‌شود و بنابراین می‌توان از ژنوتیپ C86 به عنوان ژنوتیپ متحمل به شوری در پروژه‌های تولید ارقام هیبرید متحمل به شوری استفاده نمود.

کلیدواژه‌ها

موضوعات

عنوان مقاله [English]

The effect of salt stress (NaCl) on physiological and antioxidant activities in salt susceptible and resistant lines of oily sunflower (Helianthus annuus L.) at seedling stage

نویسندگان [English]

  • Reza Darvishzadeh 1
  • Alireza Pirzad 2

1 Urmia university

2 Department of Agronomy, Faculty of Agriculture, Urmia University

چکیده [English]

Salinity stress is one of the most important abiotic stresses that restrict growth and productivity of crop plants worldwide. In the present study, the effects of salinity stress on physiological activities of two sunflower genotypes were investigated at seedling stage. The experiment was conducted as factorial (first factor, genotype at two levels: C64 and C68 and the second factor, salinity at 5 levels: 0, 2, 4, 6, and 8 dS/m) based on completely randomized design with three replications. Analysis of variance showed that genotype × salt interaction was significant on proline, total chlorophyll and guaiacol peroxidase activity. With increasing salinity level, the content of proline and malondialdehyde increased. On the other hand, net photosynthesis rate and total chlorophyll content decreased. In this study, by applying salt stress, the total chlorophyll content decreased in both genotypes, but the reduction was higher in susceptible genotype (C64) than tolerant (C86) one. Also, with increasing salinity level, the amount of guaiacol peroxidase increased in tolerant genotype (C86) compared to susceptible (C64) one. According to the results of this experiment, different responses of C64 and C68 genotypes under salt stress are confirmed at the molecular level. Therefore, the above mentioned genotypes can be used in developing tolerant hybrid cultivars.

کلیدواژه‌ها [English]

  • enzyme activity
  • malondialdehyde
  • net photosyntesis
  • Salt tolerance
  • Sunflower

تأثیر تنش شوری بر فعالیتهای فیزیولوژیک و آنتی‌اکسیدانی در دو لاین حساس و متحمل به شوری (NaCl) آفتابگردان روغنی (Helianthus annuus L.) در مرحله گیاهچه‌ای

رضا درویش زاده1،2*و علیرضا پیرزاد3

1 ایران، ارومیه، دانشگاه ارومیه، دانشکده کشاورزی، گروه اصلاح و بیوتکنولوژی گیاهی

2 ایران، ارومیه، دانشگاه ارومیه، پژوهشکده زیست فناوری

3 ایران، ارومیه، دانشگاه ارومیه، دانشکده کشاورزی، گروه زراعت

تاریخ دریافت: 11/1/1397            تاریخ پذیرش: 3/4/1397

چکیده

غلظت بالای نمک در آب و خاک یکی از عمده‌ترین عوامل محدود کننده رشد و تولید گیاهان در سراسر جهان است. در این پژوهش اثرات تنش شوری بر فعالیتهای فیزیولوژیک دو ژنوتیپ آفتابگردان روغنی در مرحله گیاهچه‌ای بررسی شد. آزمایش به­صورت فاکتوریل بر پایه طرح کاملاً تصادفی با سه تکرار اجرا شد. فاکتور اول ژنوتیپ در دو سطح: C64 و C68 و فاکتور دوم شوری در پنج سطح: صفر، 2، 4، 6 و 8 دسی‌زیمنس بر متر تنش شوری بود. نتایج تجزیه واریانس نشان داد برهمکنش ژنوتیپ × تنش شوری در رابطه با صفات پرولین، کلروفیل کل و گایاکول پراکسیداز معنی‌دار است. با افزایش سطح تنش، محتوی پرولین و مالون دی‌آلدئید افزایش یافتند. از طرفی فتوسنتز خالص و میزان کلروفیل کل کاهش پیدا کردند که این کاهش در ژنوتیپ حساس (C64) نسبت به ژنوتیپ متحمل (C86) بیشتر بود. همچنین، با افزایش سطح شوری، فعالیت آنزیم گایاکول پراکسیداز در ژنوتیپ متحمل بیشتر از ژنوتیپ حساس بود. بنابراین بر اساس نتایج این آزمایش، واکنش متفاوت ژنوتیپهای متحمل و حساس در مواجهه با تنش شوری در سطح مولکولی تأیید می‌شود و بنابراین می‌توان از ژنوتیپ C86 به عنوان ژنوتیپ متحمل به شوری در پروژه‌های تولید ارقام هیبرید متحمل به شوری استفاده نمود.

واژه های کلیدی: آفتابگردان، پرولین، تحمل شوری، فتوسنتز خالص، فعالیت آنزیمی، مالون دی آلدئید.

* نویسنده مسئول، تلفن: 09149734458، پست الکترونیکی: [email protected]

مقدمه

 

غلظت بالای نمک در آب و خاک یکی از عمده ترین عوامل محدود کننده رشد و تولید گیاهان در سراسر جهان می باشد (3). بیش از 800 میلیون هکتار از اراضی کشاورزی در سراسر جهان که معادل شش درصد از کل اراضی می باشد تحت تأثیر شوری هستند (3). پیش­بینی می‌شود تا سال 2050، 50 درصد زمین­های مناسب کشاورزی بر اثر شوری قابلیت کشت خود را از دست بدهند (57). از کل سطح کشور (2/162 میلیون هکتار)، 8/23 میلیون هکتار تحت تأثیر شوری است (3). بسته به گونه گیاهی، کاهش عملکرد در مواجه با تنشهای محیطی بالاخص خشکی و شوری بین 50 تا 80 درصد گزارش شده است (18). در آفتابگردان کاهش عملکرد در اثر تنشهای محیطی تا 60 درصد گزارش شده است (34).

خاک شور خاکی است که هدایت الکتریکی آن بیش از چهار دسی زیمنس بر متر (معادل 40 میلی مولار NaCl) باشد (50). شوری خاک ناشی از آنیونها و کاتیونهای بسیاری از جمله Na+، Ca2+، Cl-، SO2-4 و HCO-3 می­باشد اما مهم­ترین آنها Na+ و Cl- است (13). زیرا یونهای کلرید و سدیم بیشتر از سایر یونها توسط سلولهای ریشه گیاهان جذب می­شوند (52 و 58). از جمله اثرات اولیه تنش شوری می­توان به کمبود آب و عدم توازن میزان یونها و از اثرات ثانویه آن به کاهش رشد، کاهش میزان فتوسنتز، تولید گونه های فعال اکسیژن، اختلال در عمل غشاها، کاهش فعالیت آنزیمها و فعالیت متابولیسمی سلول اشاره نمود. تنش اسمزی به­صورت سریع در فاز اولیه تنش رخ داده و تنش یونی به­صورت کند و در فاز دوم تنش رخ می­دهد که در سطوح بالای تنش شوری باعث مرگ سلولهای گیاهی می­گردند (27 و 46). بررسی غلظت مالون دی آلدئید در بافتهای گیاهی می­تواند بیانگر میزان آسیب به غشای سلولی باشد زیرا این ترکیب در پی تخریب و پراکسیده شدن غشای سلولی آزاد می­شود (10). تحت تنش اکسیداتیو ناشی از تولید گونه های فعال اکسیژن سنتز آنزیمهایی نظیر گایاکول پراکسیداز و ترکیبات غیر آنزیمی نظیر آسکوربیک اسید و کاروتنوئید در بافتهای گیاهی افزایش پیدا می­کند که در پالایش گونه های فعال اکسیژن مؤثر هستند (40 و 54). تحت شرایط تنش شوری، برخی از ترکیبات حاوی نیتروژن نیز در گیاهان تجمع می­یابند (30). که فراوان­ترین این ترکیبات آمیدها (گلوتأمین و آسپارژین) و اسیدهای آمینه  نظیر آرژینین، پرولین، سیترولین و اورنیتین می باشد. در اندازه گیری پرولین به­عنوان یک شاخص مطلوب در جهت انتخاب برای تحمل به شوری به خاطر دخالت آن در تنظیم اسمزی اتفاق نظر وجود دارد (60).

آفتابگردان (Helianthus annuus L.) گیاهی یکساله از خانواده Asteraceae است که خاستگاه اولیه آن آمریکای مرکزی می­باشد (56). این گیاه با تأمین 12 درصد روغن گیاهی جهان یکی از مهم­ترین منابع روغن گیاهی است (53). با توجه به گزارشات Mass & Haffman (33) گیاه آفتابگردان با آستانه تحمل به شوری 3/2 دسی­زیمنس ­بر ­متر گیاهی نیمه حساس به شوری است. تنش شوری بسیاری از فرآیندهای فیزیولوژیک و مورفولوژیک گیاهان زراعی نظیر آفتابگردان را تحت تأثیر قرار می دهد (14). Hebbara و همکاران (26) مشاهده کردند که در ژنوتیپهای آفتابگردان با افزایش تنش شوری دمای برگ افزایش اما پتانسیل اسمزی، تبادل روزنه ای و میزان تعرق کاهش می یابد. در مطالعه ایشان تنوع ژنتیکی گسترده ای برای عملکرد دانه تحت تنش شوری مشاهده شد. محققین مختلف گزارش کردند که در آفتابگردان تحت تنش شوری تبادل روزنه ای و به تبع آن میزان فتوسنتز کاهش می یابد (64). Umar & Siddiqui (61) مشاهده کردند تحت تنش شوری و خشکی در آفتابگردان فعالیت آنزیمهای سوپراکسید دسموتاز و کاتالاز افزایش یافته و تجمع پراکسید هیدروژن کاهش می یابد. محققان نشان دادند که تجمع پرولین در گیاه روغنی آفتابگردان در مواجه با شوری افزایش پیدا می کند (42).

با توجه به اینکه سازوکارهای مربوط به جذب، انتقالات یونی، مکانیسمهای تحمل و غیره در مراحل مختلف رشد گیاه متفاوت می باشد و ژنهای مختلفی تحمل به شوری را کنترل می­کنند (29 و 51)، بنابراین توصیه شده که ارزیابی تحمل به شوری در مراحل مختلف رشد گیاه مانند مرحله جوانه­زنی، گیاهچه­، گیاه بالغ انجام گیرد و سپس راهکار هرم­بندی ژنها برای ایجاد ارقام متحمل در پیش گرفته شود (4). اخیراً واکنش 100 لاین خویش آمیخته نوترکیب آفتابگردان به همراه والدین به تنش شوری ناشی از NaCl بر اساس صفات آگرو موفولوژیک بررسی شد (41). لاینها واکنش متفاوتی در سطح فتوتیپی به تنش شوری نشان دادند. در ادامه در این پژوهش اثر تنش شوری بر دو ژنوتیپ با واکنش متفاوت، در سطح مولکولی در مرحله گیاهچه­ای با بررسی میزان فتوسنتز خالص، کلروفیل، تجمع پرولین و میزان فعالیت آنزیم گایاکول پراکسیداز مطالعه شده است.

مواد و روشها

مواد گیاهی و تنش شوری: دو لاین خویش آمیخته نوترکیب آفتابگردان با واکنش متفاوت نسبت به تنش شوری از میان 102 لاین انتخاب شدند (41). واکنش مولکولی لاینها شامل C86 (متحمل به شوری) و  C64(حساس به شوری) تحت سطوح مختلف تنش شوری ناشی از NaCl شامل صفر، 2، 4، 6 و 8 دسی­زیمنس­بر­متر به صورت فاکتوریل بر پایه طرح کاملاً تصادفی با سه تکرار در شرایط گلخانه در سال 1393 بررسی گردید. بدین منظور تعداد 60 گلدان با قطر دهانه 12 و ارتفاع 16 سانتیمتر انتخاب و با خاک مزرعه و پیت ماس به نسبت سه به یک پر شدند. در هر گلدان تعداد سه بذر در عمق دو سانتیمتری خاک کاشته شد. رشد نمونه­ها در اتاقک رشد با شرایط 12 ساعت نور با شدت mEm-2s-1 200، 12 ساعت تاریکی، دمای بیشینه 28 درجه سانتی­گراد و دمای کمینه 12 درجه سانتی­گراد دنبال شد. بعد از جوانه­زدن و ظهور گیاهچه‌ها، در سطح هر گلدان گیاهچه های با بنیه، سالم و حدواسط (نه ضعیف و نه قوی) نگهداری شد و بقیه گیاهچه­ها حذف شدند. آبیاری گلدانها سه بار در هفته انجام می شد و در دو بار از سه بار، آبیاری با آب حاوی 5/0 گرم در لیتر کود­ 20-20-20 (N-P-K) انجام می گرفت. بعد از رسیدن گیاهچه­ها به مرحله هشت برگی (گیاهچه های 45 روزه)، سطوح مختلف تنش شوری در گلدانها اعمال گردید و جهت جلوگیری از تنش اسمزی و خروج آب از زهکش گلدانها، اعمال تنش در دو روز متوالی صورت گرفت. با توجه به جدول 1 شوری اولیه خاک مورد استفاده یک دسی زیمنس بر متر بود که به عنوان شاهد (0) در نظر گرفته شد. با افزودن مقدار مناسب نمک به خاک گلدانها شوری مورد نظر (2، 4، 6 و 8 دسی­زیمنس­بر­متر ) تأمین گردید. در طول آزمایش کنترل مقدار شوری خاک گلدانها به وسیله دستگاه EC سنج انجام گرفت. دوازده روز بعد از اعمال تنش شوری، متغیرهای زیر در گیاهچه ها اندازه گیری شد.

 

جدول 1- خصوصیات بستر (خاک + پیت ماس) مورد استفاده در بررسی واکنش فیزیولوژیک 2 ژنوتیپ حساس و متحمل آفتابگردان روغنی به تنش شوری

Soil Sample

pH

EC

OC

OM

CaCO3

Clay

Silt

Sand

Texture

K

P

 

-

dS/m

%

%

%

%

%

%

-

mg/kg

mg/kg

 

7.96

1.09

0.68

1.17

12.0

24

40

36

Loam

218.96

16

pH: potential of hydrogen; EC: electrical conductivity; OC: organic carbon; OM: organic matter; K: potassium; P: poporus.

 

پرولین: مقدار پرولین آزاد بر طبق روش Bates و همکاران (8) اندازه­گیری شد. برای سنجش میزان پرولین 04/0 گرم از نمونه برگ به همراه 15 میلی­لیتر اسید سولفوسالیسیلیک سه درصد در هاون ساییده شد و به ­مدت 72 ساعت در یخچال در دمای چهار درجه سانتی­گراد نگهداری شد تا اسیدآمینه پرولین آزاد شود. بعد از 72 ساعت نمونه­ها به­مدت 20 دقیقه با سرعت3000 دور سانتریفیوژ شدند. سپس به دو میلی­لیتر از محلول رویی، مقدار دو  میلی­لیتر اسید استیک گلاسیال و دو میلی­لیتر معرف نین هیدرین (شامل 20 میلی­لیتر اسید فسفریک شش مولار، 30 میلی­لیتر استیک اسید گلاسیال و 25/1گرم نین هیدرین) اضافه شد و نمونه­ها به­مدت یک ساعت در حمام آب گرم با دمای 100 درجه قرار داده شدند. بعد از خارج ساختن نمونه­ها از حمام آب گرم، نمونه­ها در داخل یخ به سرعت سرد شدند و روی هر نمونه چهار میلی­لیتر تولوئن اضافه و به هم زده شد. بعد از تشکیل دو فاز، میزان جذب فاز رویی برای هر نمونه در طول موج 520 نانومتر توسط دستگاه اسپکتروفتومتر (WPA S2100, UK) اندازه گیری شد. جهت تعیین میزان پرولین، منحنی استاندارد با استفاده از غلظتهای معلوم پرولین تهیه گردید.

مالون دی آلدئید: برای اندازه­گیری مالون دی آلدئید از روش Heath & Packer (22) استفاده گردید. بر طبق این روش، 2/0 گرم از بافت تازه برگی توزین شد و در هاون چینی حاوی پنج میلی­لیتر تری کلرو استیک اسید (TCA) یک درصد ساییده شد. و عصاره حاصل با استفاده از دستگاه سانتریفیوژ به مدت 10 دقیقه با سرعت 8000 دور در دقیقه  (rpm) سانتریفیوژ گردید. روی یک میلی­لیتر از محلول رویی به مقدار چهار میلی­لیتر از محلول محتویTCA  20 درصد و TBA 5/0 درصد اضافه شد. سپس نمونه­ها به مدت 30 دقیقه در حمام آب گرم با دمای 95 درجه سانتی­گراد قرار گرفتند. بعد از آن نمونه­ها بلافاصله در آب یخ سرد شدند و سپس به مدت پنج دقیقه با 8000 دور در دقیقه (rpm) سانتریفیوژ شدند و در نهایت میزان جذب نمونه­ها در دو طول موج 532 نانومتر (A532) و 600 نانومتر (A600) اندازه گیری شد. میزان MDA از ضریب خاموشی (mM-1cm-1 155) و با استفاده از فرمول زیر محاسبه شد.

MDA(μmol/g Fw)= [(A532- A600)] × 100

محتوای کلروفیل کل برگها و فتوسنتز خالص: در مرحله پر شدن دانه­ها، محتوای کلروفیل برگها به روش اسپکتروفتومتری تعیین شد. برای اندازه­گیری رنگیزه­های کلروفیلی از روش Lichtenthaler & Wellburn (31) استفاده شد. بر طبق این روش، مقدار 1/0 گرم از بافت تازه برگی توزین شد و در هاون چینی حاوی پنج میلی­لیتر استون 100 درصد ساییده شد و عصاره حاصل با استفاده از دستگاه سانتریفیوژ به مدت 10 دقیقه با سرعت 2500 دور در دقیقه  (rpm) سانتریفیوژ گردید. سپس میزان جذب فاز بالایی هر یک از نمونه­ها توسط اسپکتروفتومتر (WPA S2100, UK) در طول موجهای 662 نانومتر، 645 نانومتر اندازه گیری شد. برای محاسبه کلروفیل کل از فرمول­ زیر استفاده شد.

TCh= (11.75 A662 – 2.350 A645) + (18.61 A645 – 3.960 A662)

در این فرمول A میزان جذب خوانده شده در هر طول موج توسط اسپکتروفتومتر می­باشد.

اندازه­گیری فتوسنتز خالص با استفاده از دستگاه HCM-1000 ساخت شرکت WALZ (آلمان) انجام گرفت. در طول اندازه­گیری، شدت نور و دمای محفظه Cuvette که برگ در داخل آن قرار می­گرفت، ثابت بود و بر اساس دستورالعمل دستگاه به ترتیب mol m-2µ1500 و 33-30 درجه سانتی­گراد در نظر گرفته شد. یکی از برگها که در همه گلدانها در یک موقعیت قرار داشت، زیر اتاقک در دستگاه قرار داده شد. سطح برگ داخل محفظه اتاقک پنج سانتیمتر مربع بود.

سنجش فعالیت آنزیم گایاکول پراکسیداز: جهت اندازه گیری فعالیت آنزیم ابتدا از برگهای گیاهان مورد آزمایش نمونه برداری شد. نمونه ها بلافاصله پس از برداشت در فریزر در دمای 80- درجه سانتی گراد نگهداری شدند. مقدار 5/0 گرم از بافت تر برگ به همراه سه میلی­لیتر بافر استخراج تریس- اسید کلریدریک 50 میلی­مولار (7 pH=) محتوی سه میلی­مولارMgCl2 ، یک میلی­مولار EDTA در هاون سرد ساییده شد. هموژنات حاصل به­مدت 20 دقیقه در شرایط دمایی چهار درجه سانتی­گراد با 5000 دور در دقیقه سانتریفیوژ شد. محلول رویی برای سنجش فعالیت آنزیم مورد استفاده قرار گرفت. سنجش فعالیت آنزیم با استفاده از روش Upadhyaya و همکاران (62) انجام شد. مخلوط واکنش شامل 5/2 میلی­لیتر بافر فسفات 50 میلی­مولار (7 pH=) محتوی یک میلی­لیتر گایاکول یک درصد، یک میلی­لیتر H2O2 یک درصد و 1/0 میلی­لیتر عصاره استخراج شده بود. فعالیت گایاکول پراکسیداز به­صورت افزایش در جذب طی یک دقیقه در طول موج 420 نانومتر محاسبه شد. برای سنجش میزان فعالیت از ضریب خاموشی (mM-1 cm-1 6/26) و فرمول زیر استفاده شد.

 

 

تجزیه و تحلیل داده ها: تجزیه آماری داده های حاصل از اندازه گیری صفات مختلف با استفاده از نرم افزار SPSS نسخه 24 و SAS نسخه 4/9 انجام گرفت. قبل از تجزیه واریانس فرضیات اساسی شامل همگنی واریانسها و توزیع نرمال اشتباهات آزمایشی آزمون شدند. برای این منظور در نرم افزار SPSS در مسیر Analyze/General linear model/Univariate بعد از تعیین مدل تجزیه داده ها، با انتخاب Save/Residuals/unstandardized اشتباهات آزمایشی محاسبه شدند. برای آزمون نرمال بودن توزیع اشتباهات آزمایشی از مسیر Analyze/Descriptive statistics/p-p plots استفاده شد. برای آزمون همگنی واریانسها بعد از تعیین مدل تجزیه، از قسمت Options/Homogeneity tests استفاده شد که آزمون همگنی را بر اساس Levene's test انجام می دهد.  این کار از مسیر دیگر نیز قابل انجام است. مقایسه میانگینها با استفاده از آزمون SNK و در سطح احتمال 5 درصد انجام گرفت.

نتایج و بحث

بررسی تغییرات پرولین و مالون دی­آلدئید: از مهم­ترین پاسخ گیاهان به تنشهای غیرزیستی افزایش سنتز انواع مواد حل شونده سازگار از قبیل پرولین می­باشد (59). پرولین در تنظیم اسمزی بسیار فعال است و با کاهش تأثیرات تخریبی NaCl بر روی غشای سلولی، باعث پایداری غشاء می­گردد (35). بر اساس نتایج بسیاری از پژوهشها تجمع پرولین به­عنوان یک شاخص، نشان دهنده کاهش اثرات مخرب تنش شوری است (17 و 55). بر اساس نتایج جدول تجزیه واریانس، برهمکنش ژنوتیپ × تنش بر مقدار پرولین در سطح احتمال 5 درصد معنی دار می باشد (جدول 2).

 

جدول 2- تجزیه واریانس داده های حاصل از اندازه گیری پرولین، مالون دی آلدئید، آنزیم گایاکول پراکسیداز، کلروفیل کل و فتوسنز خالص در برگ گیاهچه‌های دو ژنوتیپ حساس و متحمل آفتابگردان روغنی 12 روز بعد از اعمال تنش شوری

Source                                 

of variation

df

Mean Square

Proline

MDA

GPX

TCh

NP

Salt

4

53.13

0.33*

0.0002

146.93**

7.23*

Genotype

1

0.16

0.055

0.0011**

147.29**

0.38

Genotype ×Salt

4

297.29*

0.014

0.0002**

46.82**

0.20

Error

18

86.63

0.09

0.0001

8.97

1.53

Contrast

 

 

 

 

 

 

Normal vs Salt (NaCl)

1

184.36ns

0.51*

0.0003ns

150.79**

22.97**

NP: net phosyntesis, MDA: Malondialdehyde, GPX: guaiacol peroxidases, TCh: total chlorophile, df: degree of freedom. ns, * and ** Non-significant, significant at 5% and 1% probability level, respectively. vs: versus.

 

بر اساس نتایج مقایسه میانگین، بین دو ژنوتیپ آفتابگردان در سطح شوری دو (dS/m) اختلاف معنی دار مشاهده شد به طوری که بیشترین تجمع پرولین (36/31 درصد) مربوط به ژنوتیپ متحمل بود (شکل 1). در زمینه افزایش پرولین در گیاهان تحت تنش شوری گزارشهای زیادی وجود دارد، از جمله می­توان به مطالعات دیگر در آفتابگردان (6 و 24)، کلزا (7)، گندم (25) و یونجه (36) اشاره کرد. مشخص شده است که با اعمال تنش شوری در سویا میزان سنتز اسید­آمینه پرولین افزایش می یابد (2). Moaveni و همکاران (39) در شرایط کنترل نشده مزرعه‌ای تفاوت معنی داری بین ژنوتیپهای چغندرقند از نظر مقدار پرولین مشاهده نکردند. این در حالی است که آنها گزارش کردند که بررسی تجمع پرولین در محیطهای کنترل شده، در تشخیص ژنوتیپهای متحمل و حساس از اهمیت بیشتری برخوردار است.

 

 

شکل 1- اثر متقابل شوری و ژنوتیپ روی تغییرات میزان پرولین در آفتابگردان روغنی. در محور X حرف انگلیسی S شوری را نشان می دهد. عدد بعد از S سطح شوری را نشان می دهد که عبارتند از: 0، 2، 4، 6 و 8 دسی زیمنس بر متر. خط آبی نشان دهنده ژنوتیپ C64 (حساس) و خط قرمز نشان دهنده ژنوتیپ C86 (متحمل) است. Error bar روی ستونها نشان دهنده (Standard Error: SE) است.

 

شکل 2- تأثیر سطوح مختلف تنش شوری بر تغییرات مالون­دی­آلدئید در آفتابگردان روغنی در سطوح مختلف تنش شوری. حروف غیرمشترک در بالای ستونها بیانگر تفاوت معنی­دار در سطح احتمال 5 درصد با آزمون SNK می­باشد.

 

مالون­دی­آلدئید به­عنوان شاخصی برای سنجش میزان پراکسیدایون چربیها و صدمات وارده به غشاء در تنشهای غیر زیستی در نظر گرفته می شود (44). بر اساس نتایج جدول تجزیه واریانس اثر شوری بر میزان مالون دی آلدئید از لحاظ آماری معنی دار می باشد (جدول 2). با افزایش سطوح شوری، میزان مالون دی آلدئید افزایش پیدا کرده به­طوری که بیشترین مقدار (83 درصد) در بالاترین سطح شوری (8 دسی­زیمنس­بر­متر) مشاهده گردید (شکل 2). در رابطه با افزایش مالون دی آلدئید نیز گزارش­های متعددی (1 و 20) در گیاهان منتشر شده است. با افزایش شدن تنش شوری در کلزا میزان مالون دی آلدئید افزایش نشان داد (21).

بررسی تغییرات فتوسنتز خالص و کلروفیل کل: بر اساس نتایج تجزیه واریانس اثر شوری بر میزان فتوسنتز خالص و اثرات شوری و ژنوتیپ و همچنین برهمکنش ژنوتیپ × شوری بر روی میزان کلروفیل کل معنی دار می باشد (جدول 2). بعد از اعمال تنش شوری کاهش معنی دار در میزان فتوسنتز خالص نسبت به سطح شوری صفر، مشاهده گردید (شکل 3).

 

 

شکل 3- تأثیر سطوح مختلف تنش شوری بر میزان میزان فتوسنتز خالص در آفتابگردان روغنی در سطوح مختلف تنش شوری. حروف غیر مشترک در بالای ستونها بیانگر تفاوت معنی­دار در سطح احتمال 5 درصد با آزمون SNK می­باشد.

 

کاهش سرعت فتوسنتز خالص در شرایط تنش باعث آسیب رسیدن به فرآیندهای بیوشیمیایی می شود. به طوری که در شرایط تنش به دلیل عدم اکسیده شدن مولکول NADPH/H+، مصرف NADP+ جهت دریافت الکترون به عنوان گیرنده نهایی الکترون کاهش می یابد. بنابراین مولکول اکسیژن در مسیر زنجیره انتقال الکترون به عنوان گیرنده نهایی الکترون عمل می کند و منجر به شکل گیری گونه های فعال اکسیژن می شود (16). گونه های فعال اکسیژن به عنوان عوامل مخرب، موجب تنش اکسیداتیو از جمله پراکسیداسیون چربیها و به تبع آن خسارت به غشای سلولی و تخریب کلروفیل می شوند (19). در رابطه با میزان کلروفیل با توجه به نتایج مقایسه میانگینها، در ژنوتیپ متحمل از شوری صفر تا هشت دسی زیمنس تغییری محسوس در میزان کلروفیل کل مشاهده نشد ولی در ژنوتیپ حساس مقدار کلروفیل کل در سطح شوری 8 دسی­زیمنس­بر­متر به میزان 66/8 درصد کاهش نشان داد. بنابراین حفظ کلروفیل در سطح بالا در لاین متحمل در مقایسه با لاین حساس مشاهده می شود (شکل 4).

این نتایج در توافق با مطالعات Omami (47) در گیاه آفتابگردان می­باشد که بیان نمود با افزایش سطح شوری (صفر، 2، 5، 10 و 12 دسی­زیمنس­بر­متر) ارتفاع گیاه، تعداد برگ، سطح برگ، سرعت فتوسنتز خالص، و میزان هدایت روزنه­ای آفتابگردان کاهش می­یابد. همچنین در آزمایش Liu و همکاران (32) با افزایش سطح شوری از صفر به 10 دسی­زیمنس­بر­متر، سرعت فتوسنتز خالص و محتوای کلروفیل در آفتابگردان کاهش یافت. نتایج مطالعات در برنج (11) و تربچه (45) نیز نشان داد که تنش شوری تأثیرات منفی روی محتوی کلروفیل داشته، به طوری که تنش باعث کاهش محتوای کلروفیل می گردد که این روند در توافق با یافته­های این تحقیق می­باشد. همچنین در گیاهان حساس به تنش شوری در گندم (15، 49)، کلزا (5) و برنج (28) کاهش غلظت کلروفیل تحت تنش شوری مشاهده شده است. بنابراین می توان نتیجه گرفت که میزان رنگدانه های  برگی (از جمله کلروفیل) در ژنوتیپهای آفتابگردان می تواند معیار خوبی برای سنجش تحمل یا حساسیت آنها به تنش شوری باشد. Mittal و همکاران (37) مشاهده کردند که تحت تنش شوری محتوای کلروفیل در ارقام متحمل به شوری در کلزا در مقایسه با ارقام حساس بالاتر است. بنابراین میزان کلروفیل می تواند به عنوان یک معیار انتخاب برای اصلاح مقاومت به شوری در نظر گرفته شود.

 

 

 

شکل 4- اثر متقابل شوری و ژنوتیپ روی تغییرات کلروفیل کل در آفتابگردان روغنی. در محور X حرف انگلیسی S شوری را نشان می دهد. عدد بعد از S سطح شوری را نشان می دهد که عبارتند از: 0، 2، 4، 6 و 8 دسی زیمنس بر متر. خط آبی نشان دهنده ژنوتیپ C64 (حساس) و خط قرمز نشان دهنده ژنوتیپ C86 (متحمل) است. Error bar روی ستونها نشان دهنده (Standard Error: SE) است.

 

سنجش فعالیت آنزیم­ گایاکول­پر­اکسیداز: حذف گونه های فعال اکسیژن (ROS) یکی از مکانیسمهای مهم مقاومت به تنش شوری در گیاهان است (43). برای غلبه بر آثار اکسیداتیو القاء شده از شوری و خنثی کردن اثر سمی اکسیژنهای واکنش­گر، گیاهان از یک سیستم آنتی­اکسیدانی پیچیده استفاده می­کنند که شامل آنتی­اکسیدانهای غیر­آنزیمی مثل کاروتنوئیدها، اسیدآسکوربیک و آنزیمهای جاروبگر ROS مثل گایاکول پراکسیداز می­باشد (9 و 44). گایاکول پراکسیداز از اکسیداسیون ترکیبات فنولی همانند گایاکول، برای سم زدایی و تجزیه پراکسید هیدروژن استفاده می کند. این آنزیم معمولاً در سیتوپلاسم، دیواره سلولی و واکوئلها دیده می شود. همچنین در طی فرآیند سم زدایی از گایاکول به عنوان دهنده الکترون به پراکسید هیدروژن استفاده می کند (23). نتایج تجزیه واریانس نشان داد اثر ژنوتیپ و همچنین برهمکنش ژنوتیپ × شوری در سطح احتمال 1 درصد روی فعالیت آنزیم معنی­دار است (جدول 2). با توجه به نتایج مقایسه میانگین، در ژنوتیپ حساس از صفر تا هشت دسی زیمنس تغییر آنچنان در فعالیت آنزیم مشاهده نشد ولی در ژنوتیپ متحمل تا شوری چهار دسی زیمنس بر متر، واکنش مشابه ژنوتیپ حساس بود ولی از شوری چهار تا هشت دسی زیمنس بر متر میزان فعالیت آنزیم افزایش (39 درصد) یافته است (شکل 5). احتمالاً همین عامل باعث تحمل بیشتر ژنوتیپ C86 نسبت به تنش شوری باشد. این نتایج در توافق با مطالعات اخیر انجام شده در گیاه سویا (2 و 63) و گوجه­فرنگی (12) می­باشد. Pouresmaeil و همکاران (48) اظهار داشت که تنشهای غیرزیستی سبب کاهش ارزش صفات زراعی لوبیا و افزایش میزان فعالیت آنزیمهای آنتی اکسیدان مختلف می شوند و همچنین بیان کردند که افزایش آنزیمهای فوق در شرایط تنش نشان دهنده اثر این آنزیمها در مقابله با گونه های فعال اکسیژن و به تبع آن کاهش خسارت تنش اکسیداتیو باشد.

تجزیه همبستگی صفات: نتایج همبستگی بین صفات در جدول ۳ آورده شده است. طبق نتایج این تحقیق، بین صفات مالون دی آلدئید و فتوسنتز خالص و همچنین مالون دی آلدئید و کلروفیل کل همبستگی منفی و معنی­داری مشاهده شد. بین کلروفیل کل و فتوسنتز خالص همبستگی مثبت و معنی دار مشاهده شد. بین میزان مالون دی آلدئید و فعالیت آنزیم گایاکول­پر­اکسیداز همسبتگی مثبت اما معنی دار در سطح احتمال 10 درصد مشاهده شد.  

 

 

شکل 5- اثر متقابل شوری و ژنوتیپ روی تغییرات آنزیم گایاکول­پر­اکسیداز در آفتابگردان روغنی. در محور X حرف انگلیسی S شوری را نشان می دهد. عدد بعد از S سطح شوری را نشان می دهد که عبارتند از: 0، 2، 4، 6 و 8 دسی زیمنس بر متر. خط آبی نشان دهنده ژنوتیپ C64 (حساس) و خط قرمز نشان دهنده ژنوتیپ C86 (متحمل) است. Error bar روی ستونها نشان دهنده (Standard Error: SE) است.

جدول 3- همبستگی بین صفات محتوای پرولین، مالون دی آلدئید، آنزیم گایاکول پراکسیداز، کلروفیل کل و فتوسنز خالص در برگ گیاهچه‌های دو ژنوتیپ حساس و متحمل آفتابگردان روغنی 12 روز بعد از اعمال تنش شوری

Character

Proline

MDA

NP

GPX

TCh

Proline

1

 

 

 

 

MDA

0.235

1

 

 

 

NP

-0.226

-0.818**

1

 

 

GPX

-0.163

0.462

-0.324

1

 

TCh

-0.150

-0.733*

0.681*

-0.053

1

 

 

نتیجه گیری و پیشنهادات

شوری تنش پیچیده ای است که بر فعالیتهای مختلف فیزیولوژیک و بیوشیمیایی گیاه تأثیر می گذارد و باعث کاهش رشد گیاه می شود. در این تحقیق با افزایش سطوح شوری میزان فتوسنتز خالص کاهش یافت. این کاهش احتمالاً باعث کاهش تثبیت دی اکسید کربن در چرخه کالوین شده است. کاهش فعالیت این چرخه منجر به افت نسبت NADP+/NADP+-H+ و افزایش تولید انواع گونه های فعال اکسیژن می شود. افزایش میزان پراکسیداسیون چربیها (میزان مالون دی آلدئید) خود گواه بر این ادعاست. با افزایش فعالیت آنزیم آنتی اکسیدان گایاکول پراکسیداز در شرایط تنش شوری انتظار می رفت که همانند شرایط مطلوب محیطی بین تولید گونه های فعال اکسیژن و فعالیت مکانیسمهای دفاعی تعادل وجود داشته باشد. اما برخلاف انتظار میزان پراکسیداسیون چربیها (میزان مالون دی آلدئید) که به عنوان نشانگر جهت ارزیابی وضعیت درون سلولی در شرایط تنش استفاده می شود به طور معنی دار افزایش یافته است. لذا احتمال می رود که افزایش آسیب به غشاء های سلول ناشی از عدم کارآیی آنزیم گایاکول پراکسیداز باشد. البته در چنین مواقعی گیاه از یک سری مکانیسمهای دفاعی جایگزین (نظیر چرخه مهلر (38)) نیز استفاده می کند که لازم است در ادامه تحقیق بررسیهای بیشتر در این زمینه انجام گیرد تا مکانیسمهای دفاعی ژنوتیپ متحمل روشن شود. به عنوان یک نتیجه کاربردی از آنجا که کاهش معنی دار در میزان کلروفیل ژنوتیپ متحمل تحت شرایط تنش شوری در مقایسه با شرایط کنترل مشاهده نشد در حالی که کاهش در میزان کلروفیل در ژنوتیپ حساس مشاهده شد و از طرفی مطالعه محتوای کلروفیل مشکل نیست با اندازه گیری میزان این رنگریزه می توان از آن به عنوان یک معیار مناسب برای غربال ژنوتیپها در شوریهای بالا استفاده نمود.

تشکر و قدردانی

نتایج این مقاله از طرح تحقیقاتی مصوّب دانشگاه مستخرج شده است. بدین وسیله از معاونت پژوهشی و پژوهشکده زیست فناوری دانشگاه ارومیه به خاطر فراهم­ نمودن هزینه و امکانات لازم برای انجام این پژوهش، تشکر و قدردانی می­گردد­. از انستیتو تحقیقات آگرونومی تولوز فرانسه نیز به خاطر در اختیار قرار دادن بذور لاینهای آفتابگردان تشکر می­گردد.

1- Arora, N., Bhardwaj, R., Sharma, P. and Arora, H.K. (2008). Homobrassinolide alleviates oxidative stress in salt-treated maize (Zea mays L.) plants. Brazilian Journal of Plant Physiology, 20: 153-157.
2- Arshi, A., Ahmad, A., Aref, I. and Iqbal, M. (2012). Comparative studies on antioxidant enzyme action and ion accumulation in soybean cultivars salinity stress. Journal of Environmental Biology, 33: 9-20.
3- Arzani, A. (2008). Improving salinity tolerance in crop plants: biotechnology view. In Vitro Cellular & Developmental Biology- Plant, 44: 373- 383.
4- Ashraf, M. and Foolad, M.R. (2013). Crop breeding for salt tolerance in the era of molecular markers and marker-assisted selection. Plant Breeding, 132: 10-20.
5- Ashraf, M. and McNeilly, T. (2004) Salinity tolerance in Brassica oilseeds. Critical Reviews in Plant Sciences, 23: 157-174.
6- Ashraf, M. and Tufail, M. (1995). Variation in salinity tolerance in sunflower (Helianthus annuus L.). Journal of Agronomy and Crop Science, 174: 351-362.
7- Bandeh-Hagh, A., Toorchi, M., Mohammadi, A., Chaparzdeh, N., Salekdeh, G. H. and Kazemnia, H. (2008). Growth and osmotic adjustment of canola genotypes in response to salinity. Journal of Food, Agriculture and Environment, 6: 201-208.
8- Bates, L. S., Walderon, R. P. and Teare, I. D. (1973). Rapid determination of free proline for water stress studies. Plant and Soil, 39: 205-208.
9- Beltagi, M.S. (2008). Exogenous ascorbic acid (vitamin C) induced anabolic changes for salt tolerance in chick pea (Cicer arietinum L.) plants. African Journal of Plant Science, 2: 118-123.
10- Bhattacharjee, S. and Mukherjee, A.K. (2002). Salt stress induced cytosolute accumulation, antioxidant response and membrane deterioration in three rice cultivars during early germination. Seed Science and Technology, 30: 279-287.
11- Celic, O. and Atak, C. (2012). The effect of salt stress on antioxidative enzymes and prolin content of two Turkish tobacco varieties. Turkish Journal of Biology, 36: 339-356.
12- Dongan, M. (2012). Investigation of the effect of salt stress on the antioxidant enzyme activities on the young and old leaves of salsola (Stenoptera) and tomato (Lycopersicon esculentum L.). African Journal of Plant Science, 6: 62-72.
13- Ebrahimi, R. and Bhatla, S.C. (2012). Ion distribution measured by electron probe X-ray microanalysis in apoplastic and symplastic pathways in root cells in sunflower plants grown in saline medium. Journal Biosciences, 37: 713-721.
14- Ebrahimian, E., Roshdi, M. and Bybordi, A. (2011). Influence of salt stress on cations accumulation, quantity and quality of sunflower cultivars. Journal of Food, Agriculture and Environment, 9(2): 469-476.
15- Ehsanzadeh, P., Nekoonam, M. S., Azhar, J. N., Pourhadian, H. and Shaydaee, S. (2009) Growth, chlorophyll, and cation concentration of tetraploid wheat on a solution high in sodium chloride salt: hulled versus free-threshing genotypes. Journal of Plant Nutrition 32: 58-70.
16- Esfandiari, E., Shakiba, M.R., Mahboob, S.A., Alyari, H. and Toorchi, M. (2007). Water stress, antioxidant enzyme activity and lipid peroxidation in wheat seedling. Journal of Food, Agriculture and Environment 5: 149-153.
17- Farzaneh Behelgardi M., Motamed N., Rastgar Jazzi F. and Ebrahimzadeh H. (2014). Increase of P5CS gene expression in olive plantlets under salinity stress. Journal of Molecular and Cellular Research, 27(1): 119-124.
18- Fita A., Rodríguez-Burruezo A., Boscaiu M., Prohens J. and Vicente O. (2015). Breeding and Domesticating Crops Adapted to Drought and Salinity: A New Paradigm for Increasing Food Production. Frontiers in Plant Science, 6: 978. doi: 10.3389/fpls.2015.00978.   
19- Foyer, C.H. and Noctor, G. (2005) Oxidant and antioxidant signaling in plants: a reevaluation of the concept oxidative stress in a physiological context. Plant, Cell and Environment, 28: 1056-1071.
20- Gunes, A., Inal, A., Alpuslan, M., Fraslan, F., Guneri, E. and Cicek, N. (2007). Salicylic acid induced changes on some physiological parameters symptomatic for oxidative stress and mineral nutrition in maize grown under salinity. Journal of Plant Physiology, 164: 728-736.
21- Hasanuzzaman, M., Mahabub Alam, M., Nahar, K., Al-Mahmud, J., Ahamed, K. and Fujita, M. (2014). Exogenous salicylic acid alleviates salt stress-induced oxidative damage in Brassica napus by enhancing the antioxidant defense and glyoxalase systems. Australian Journal of Crop Science, 8: 631-639.
22- Heath, R. L. and Packer, L. (1968). Photoperoxidation in isolated chloroplasts. Archives of Biochemistry and Biophysics, 125: 850-857.
23- Heidari, M. (2016). Physiology and mechanism of resistance to environmental stress in crops. Shahrood University of Technology Press, 232 pp.
24- Heidari, A., Toorchi, M. Bandehag, A. and Shakiba, M.R. (2011). Effect of NaCl stress on growth, water relations, organic and inorganic osmolytes accumulation in sunflower (Helianthus annuus L.) lines. Universal Journal of Environmental Research and Technology, 3: 351-362.
25- Heidari, M. and Mesri, F. (2008). Salinity effects on compatible solutes, antioxidants enzymes and ion content in three wheat cultivars. Pakistan Journal of Biological Sciences, 11: 1385-1389.
26- Hebbara M., Rajakumar G.R., Ravishankar G. and Raghavaiah C.V. (2003). Effect of salinity stress on seed yield through physiological parameters in sunflower genotypes. Helia, 26(39): 155-160.
27- Horie, T., Karahara, I. and Katsuhara, M. (2012). Salinity tolerance mechanisms in glycophytes: an overview with the central focus on rice plants. Rice, 5: 11-29.
28- Kanawapee, N., Sanitchon, J., Lontom, W. and Threerakulpisut, P. (2012) Evaluation of salt tolerance at the seedling stage in rice genotypes by growth performance, ion accumulation, proline and chlorophyll content. Plant and Soil, 358: 235-249.
29- Khan, M.S. (2011). Role of sodium and hydrogen (Na+/H+) antiporters in salt tolerance of plants: present and future challenges. African Journal of Biotechnology, 10: 13693-13704.
30- Kuznetsov, V., Shorina, M., Aronova, E., Stetsenko, L., Rakitin, V. and Shevyakov, N. (2007). NaCl and ethylene dependent cadaverine accumulation and its possible protective role in the adaptation of the common ice plant to salt stress. Plant Science, 172: 363-370.
31- Lichtenthaler, H.K. and Wellburn, A.R. (1985). Determination of total carotenoids and chlorophylls a and b of leaf in different solvents. Biochemical Society Transactions, 11: 591-592.
32- Liu, J. and Shi, D.C. (2010). Photosynthesis, chlorophyll fluorescence, inorganic ion and organic acid accumulations of sunflower in responses to salt and salt-alkaline mixed stress. Photosynthetica, 48: 127-134.
33- Maas, E. V. and Hoffman, G. J. (1977). Crop salt tolerance, current assessment. Journal of Irrigation and Drainage Division, ASCE, 103: 115-134.
34- Mazahery-Laghab H., Nouri F. and Abianeh H.Z. (2003). Effects of the reduction of drought stress using supplementary irrigation for sunflower (Helianthus annuus L.) in dry farming conditions. Pajouheshva-Sazandegi, 59: 81-86.
35- Melchiorre, M., Quero, G.E., Parola, R., Trippi, Y.S. and Lascano, R. (2009). Physiological characterization of four model lotus diploid genotypes: L. japonicas (MG 2000 and Gifru), L. Filicaulis and L. burttii under salt stress. Plant Science, 177: 618-628.
36- Menzi, M., Albuchi, A., Biziad, E. and Hamza, M. (2010). Mineral uptake, organic osmatica content and water balance in alfalfa under salt stress. Journal of Physiology, 2: 1-12.
37- Mittal, S., Kumari, N. and Sharma, V. (2012) Differential response of salt stress on Brassica juncea : Photosynthetic performance, pigment, proline, D1 and antioxidant enzymes. Plant Physiology and Biochemistry, 54: 17-26.
38- Mittler, R., Vanderauwera, S., Gollery, M. and Breusegem, F.V. (2004). Reactive oxygen gene network of plants. Trends in Plant Sciences, 9: 490-498.
39- Moaveni P., Ranji Z. and Noor-Mohamadi G. (2004). Study of some physiological, parameters and organic composition for selecting of salt tolerant and sensitive genotypes in sugar beet. Iranian Journal of Crop Sciences, 6(1): 12-24.
40- Molazem, D. and Bashirzadeh, A. (2017). Investigation of the antioxidant enzymes and proline in varieties of maize (Zea mays L.) under salinity stress. Journal of Molecular and Cellular Research, 30(1): 77-90.
41- Morsali Aghajari, F. (2015). Identification of QTL controlling traits in sunflower under different levels of salt stress. M.Sc. Thesis, Urmia University, Urmia, Iran, 192 pp.
42- Mostajeran, A. and Gholaminejad, A. (2014). Effect of salinity on sodium and potassium uptake and proline, carbohydrates of turmeric plant parts. Journal of Current Chemical Pharmaceutical Sciences, 4(1): 10-21.
43- Motohashi, T., Nagamiya, K. and Prodhan, S.H. (2010). Production of salt stress tolerant rice by over expression of the catalase gene, katE, derived from Escherichia coli. Asia-Pacific Journal of Molecular Biology and Biotechnology, 18: 37-41.
44- Mudgal, V., Madaan, N. and Mudgal, A. (2010). Biochemical mechanisms of salt tolerance in plants: A review. International Journal of Botany, 6: 136-143.
45- Munir, S., Siddiqi, E.H., Bhatti, K.H., Nawaz, K., Hussain, K., Rashid, R. and Hussain, I. (2013). Asesment of inter-cultivar variations for salinity tolerance in winter radish (Raphanus sativus L.) using photosynthetic atributes as efective selection criteria. World Applied Sciences Journal, 21: 384-388.
46- Munns, R. and Tester, M. (2008). Mechanisms of salinity tolerance. Annual Review of Plant Biology, 59: 651-681.
47- Omami, E.N. (2005). Response of amaranth to salinity. Ph.D. Thesis Horticulture. Faculty of natural and agriculture science, The University of Pretoria.
48- Pouresmaeil P., Habibi D. and Tavassoli, A. (2009). The effect of water superabsorbent polymer on yield and water use efficiency of different bean red varieties under drought stress in greenhouse conditions Agriculture Research Journal, 1(2): 1-16.
49- Poustini, K., Siosemardeh, A. and Ranjbar, M. (2007) Proline accumulation as a response to salt stress in 30 wheat (Triticum aestivum L.) cultivars differing in salt tolerance. Genetic Resources and Crop Evolution, 54: 925-934.
50- Qadir M., Ghafoor A. and Murtaza G. (2000) Amelioration strategies for saline soils: a review. Land Degradation & Development, 11: 501-521.
51- Qasim, M. and Ashraf, M. (2006). Time course of ion accumulation and its relationship with the salt tolerance of two genetically diverse lines of canola (Brassica napus L.). Pakistan Journal of Botany, 38: 663-672.
52- Rani, C. R., Reema, C., Alka, S. and Singh, P. K. (2012). Salt Tolerance of Sorghum bicolor Cultivars during Germination and Seedling Growth. Research Journal of Recent Sciences, 1: 1- 10.
53- Rauf, S., Jamil, N., Ali Tariq, S., Khan, M., and Kausar, M. (2017). Progress in modification of sunflower oil to expand its industrial value. Journal of the Science of Food and Agriculture, 97: 1997-2006.
54- Sairam, R. K., Rao, K. V. and Srivastava, G. C. (2002). Differential response of wheat genotypes to long term salinity stress in relation to oxidative stress, antioxidant activity and osmolyte concentration. Plant Science, 163: 1037-1046.
55- Saxena, S. C., Kaur, H., Verma, P., Petla, B. P., Rao, V. and Majee, M. (2013). Osmoprotectants: potential for crop improvement under adverse conditions. In: Tuteja N, Gill SS (eds), Plant Acclimation to Environmental Stress. Springer Science, New York, USA, PP. 197-232.
56- Seiler, G. and Jan, C. C. (2010). Basic Information. In Hu, J., Seiler, G. and Kole, C. (eds.). Genetics, genomics and breeding of sunflower, pp. 1-50.
57- Shah N., Xu J., Hou Z., Salah A., Khan S., Gong J., Shang Z., Qian L. and Zhang C. (2018). The response of transgenic Brassica species to salt stress: a review. Biotechnology Letters, doi: 10.1007/s10529-018-2570-z.
58- Shahbaz, M. and Ashraf, M. (2013). Improving salinity tolerance in cereals. Critical Reviews in Plant Sciences, 32: 237-249.
59- Teakel, N. and Tyerman, S. D. (2010). Mechanisms of Cl- transport contributing to salt tolerance. Plant, Cell and Environment, 33: 566-586.
60- Ueda, A., Yamamoto-Yamane, Y. and Takabe, T. (2007). Salt stress enhances proline utilization in the apical region of barley roots. Biochemical and Biophysical Research Communications, 355: 61-66.
61- Umar M. and Shaheed Siddiqui Z. (2018). Physiological performance of sunflower genotypes under combined salt and drought stress environment. Acta Botanica Croatica, 77 (1): 36-44.
62- Upadhyaya, A., Sankhla, D., Davis, T.D., Sankhla, N. and Smidth, B.N. (1985). Effect of paclobutrazol on the activities of some enzymes of activated oxygen metabolism and lipid peroxidation in senescing soybean leaves. Journal of Plant Physiology, 121: 453-461.
63- Weisany, W., Sohrabi, Y., Heidari, G.H, Siosemardeh, A. and Ghassemi-Golezani, K. (2012). Change in antioxidant enzymes activity and plant performance by salinity stress and application in soybean (Glycine max). Plat Omics Journal, 5: 60-67.
64- Zeng W.Z., Xu C., Wu J.W., Huang J.S., Zhao Q. and Wu M.S. (2014). Impacts of salinity and nitrogen on the photosynthetic rate and growth of sunflowers (Helianthus annuus L.).  Pedosphere, 24(5): 635-644.