بررسی ویژگی های مولکولی و بیوشیمیائی واریته‌های کینوا (Chenopodium quinoa)

نوع مقاله : مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 گروه زیست شناسی ، دانشکده علوم، موسسه غیرانتفاعی نوردانش میمه

2 گروه زیست فناوری مولکولی گیاهی، پژوهشگاه ملی مهندسی ژنتیک و زیست فناوری، تهران، ایران

3 استادیار گروه زیست شناسی، دانشکده علوم پایه، موسسه آموزش عالی نور دانش، میمه

4 دانشکده علوم و صنایع غذایی، دانشگاه شیراز

5 پژوهشگر دانشگاه صنعتی مالک اشتر

6 دانشکده دامپزشکی دانشگاه آزاد اسلامی واحد کازرون

چکیده

کینوا (Chenopodium quinoa Willd) به عنوان محصولی با ارزش، دارای مقاومت طبیعی به شرایط خشکی، گزینه مناسبی برای بهبود امنیت و کیفیت غذایی، مقاوم به استرس و از خانواده تاج خروسیان بوده که از هفت هزار سال پیش در مناطق آند کشت گردیده است. دانه‌های کینوا منابع غنی از پلی‌فنل‌ها بوده که قادرند، اجزای سلولی را در برابر آسیب اکسیداتیو محافظت نموده و خطر بروز انواع بیماری‌های وابسته به تنش اکسیداتیو را کاهش دهند. در این مطالعه، پارامترهای سلولی و بیوشیمیایی واریته‌های کینوای کشت‌شده در شرایط اقلیمی میمه اصفهان شامل محتوای فنل کل، اسید‌آمینه آزاد کل، فعالیت سوپراکسید دیسموتاز، پروتئین محلول کل، SDS-PAGE پروتئین محلول و مشاهدات کروموزومی سنجیده شد. میکروسکوپ نوری ابزار مناسبی برای مطالعه کروموزوم‌های کینوا نبود. از 5 واریته کینوا، محتوای فنل کل به طرز معنی‌داری در Q29 (62/2±90/12 میکروگرم گالیک‌اسید بر میلی‌گرم دانه)، بیشتر بود. آنالیز واریانس محتوای اسید-آمینه کل، تفاوت‌های معنی‌داری بین واریته‌ها نشان داد (p

کلیدواژه‌ها

موضوعات

عنوان مقاله [English]

Evaluation of molecular and biochemical properties in quinoa varieties

نویسندگان [English]

  • Azam Rasekhi Kazeruni 1
  • Mohammad Reza Zamani 2
  • Fatemeh Heidaryan naeini 3
  • Asma Rasekhi Kazeruni 4
  • Ali Reza Mansoorian 5
  • saeid salami 6

1 Biology Dept, Noor Danesh Institude of Higher Education, Meimeh Isfahan, I.R. of Iran

2 Department Of Plant Molecular Biotechnology ,National Institute for Genetic Engineering and Biotechnology,(NIGEB), Tehran, Iran

3 Assistant Professor of NourDaneh Institute of Higher Education, Meimeh

4 Food Science & Technology Dept., Shiraz University, Shiraz, I.R. of Iran

5 Researcher of Malek Ashtar University of Technology

6 Faculty of Veterinary Medicine, Kazerun Branch, Islamic Azad University, Kazerun, I.R. of Iran

چکیده [English]

As a high value crop with natural tolerance for drought conditions, Quinoa (Chenopodium quinoa Willd) is an excellent candidate for improving food safety and food quality. It's an Amaranthacean, stress-tolerant plant cultivated along the Andes for the last 7000 years. Quinoa seeds represent potential rich sources of polyphenol compounds; they may protect cell constituents against oxidative damage and therefore limit the risk of various degenerative diseases associated to oxidative stress. In this study cellular and biochemical parameters include of total phenolic content, total free amino acids, superoxide dismutase activity, leaf total soluble protein, soluble protein SDS-PAGE and chromosomal observation in quinoa varieties cultivated in climate condition of meimeh Isfahan were investigated. Optical microscope was not a good tool for studying quinoa chromosomes. The total phenol content amongst the five quinoa varieties was significantly higher in Q29 (12.90±2.62 μg GA/mg seed). Analysis of variance of total content of free amino acids revealed significant (p

کلیدواژه‌ها [English]

  • Chenopodium quinoa
  • Chrompsome
  • SDS-PAGE
  • Free amino acid

بررسی ویژگیهای مولکولی و بیوشیمیایی واریته های کینوا (Chenopodium quinoa)

اعظم راسخی کازرونی1، محمد رضا زمانی2، فاطمه حیدریان نائینی1*، اسما راسخی کازرونی3 ، علیرضا منصوریان4 و سعید سلامی5

1 ایران، اصفهان، میمه، مؤسسه آموزش عالی نور دانش میمه، گروه زیست­شناسی

2 ایران، تهران، پژوهشگاه ملی مهندسی ژنتیک و زیست­فناوری، گروه زیست­فناوری مولکولی گیاهی

3 ایران، شیراز، دانشگاه شیراز، بخش علوم و صنایع غذایی

4 ایران، اصفهان، دانشگاه صنعتی مالک اشتر

5 ایران، کازرون، دانشگاه آزاد اسلامی واحد کازرون، دانشکده دامپزشکی

تاریخ دریافت: 27/11/1397          تاریخ پذیرش: 09/06/1398

چکیده

کینوا (Chenopodium quinoa Willd) به عنوان محصولی با ارزش، دارای مقاومت طبیعی به شرایط خشکی، گزینه مناسبی برای بهبود امنیت و کیفیت غذایی، مقاوم به استرس و از خانواده تاج خروسیان بوده که از هفت هزار سال پیش در مناطق آند کشت گردیده است. دانه­های کینوا منابع غنی از پلی­فنلها بوده که قادرند، اجزای سلولی را در برابر آسیب اکسیداتیو محافظت نموده و خطر بروز انواع بیماریهای وابسته به تنش اکسیداتیو را کاهش دهند. در این مطالعه، پارامترهای سلولی و بیوشیمیایی واریته­های کینوای کشت­شده در شرایط اقلیمی میمه اصفهان شامل محتوای فنل کل، اسید­آمینه آزاد کل، فعالیت سوپراکسید دیسموتاز، پروتئین محلول کل، SDS-PAGE پروتئین محلول و مشاهدات کروموزومی سنجیده شد. میکروسکوپ نوری ابزار مناسبی برای مطالعه کروموزومهای کینوا نبود. از 5 واریته کینوا، محتوای فنل کل به طرز معنی­داری در Q29 (62/2±90/12 میکروگرم گالیک­اسید بر میلی­گرم دانه)، بیشتر بود. آنالیز واریانس محتوای اسید­آمینه کل، تفاوتهای معنی­داری بین واریته­ها نشان داد (p<0.05). فعالیت سوپراکسید دیسموتاز (001/0±144/0 واحد آنزیمی بر میلی­گرم پروتئین محلول برگ تازه) و اسید­آمینه آزاد کل (72/2±44/31 میلی­گرم گلیسین بر گرم برگ تازه) در Q18 کمتر از سایرین بود. واریته­های Q18 (31/0±62/2 میلی­گرم بر گرم برگ تازه)، Q29 (19/0±36/2 میلی­گرم بر گرم برگ تازه) و Q22 (85/0±20/2 میلی­گرم بر گرم برگ تازه) به ترتیب دارای بیشترین میزان پروتئین محلول کل بودند. هر 5 واریته، دارای باندهای پروتئینی با وزن مولکولی تقریبی 35، 55، 60 و 170 کیلودالتون، بودند که باند 170 کیلودالتونی برای نخستین بار در کینوا رؤیت شد.

واژه­های کلیدی: سوپر اکسیددیسموتاز، Chenopodium quinoa، کروموزوم، SDS-PAGE، اسید­آمینه آزاد

* نویسنده مسئول، تلفن: 09133040284، پست الکترونیکی: [email protected]

مقدمه

 

کینوا (Chenopodium quinoa Willd) به عنوان محصولی با ارزش، دارای مقاومت طبیعی به شرایط خشکی، گزینه مناسبی برای بهبود امنیت و کیفیت غذایی، مقاوم به استرس و از خانواده تاج خروسیان بوده که از هفت هزار سال پیش در مناطق آند کشت گردیده است. دانه­های کینوا منابع غنی از پلی­فنلها بوده که قادرند، اجزای سلولی را در برابر آسیب اکسیداتیو محافظت نموده و خطر بروز انواع بیماریهای وابسته به تنش اکسیداتیو مانند سرطان، بیماری قلبی- عروقی و پوکی استخوان را کاهش دهند. با وجود معضل کم­آبی در کشور، با توجه به مزایای تغذیه­ای این گیاه، مقاومت آن به خشکی و همچنین کم­سابقه بودن کشت آن در ایران (5، 8، 19، 31، 48 و 61)، انجام بررسیهای بیوشیمیایی، سلولی و مولکولی واریته­های مختلف آن با هدف پی­بردن به مکانیسمهای مقاومت گیاه و نیز گزینش واریته­های مناسب با توجه به اهداف مختلف، ضروری است.

مواد و روشها

مواد مورد استفاده: مواد شیمیایی شرکتهای Merck و Sigma-Aldrich مورد استفاده قرار گرفتند.

بذرهای 5 واریته کینوا (Q29، Q22، Q18، Titicaca، RedCarina) از مؤسسه بذر و نهال کرج تهیه شد. در مزرعه نور دانش میمه از اواخر اردیبهشت­ 96 تا اوایل شهریور 96 کشت گردید و آبیاری هر نه روز یک بار انجام شد. برای کینوا آبیاری هر سه روز یک مرتبه آبیاری مناسب و آبیاری هر نه روز یک بار تنش شدید آبی محسوب می­گردد (17). پس از برداشت، برگها بلافاصله درون کیسه­های پلاستیکی جمع­آوری سپس در فریزر با دمای 20-  درجه سانتی­گراد تا زمان استفاده، نگهداری شد.

اندازه­گیری پلی­فنل کل: دانه­ها ابتدا پودر شده و از الک با اندازه مش 60 عبور داده شدند. 125/0 گرم از نمونه­های پودر شده با 5 میلی­لیتر از حلال استخراج (ترکیبی از متانول، هیدروکلریک اسید 16/0 مولار و آب به ترتیب به نسبتهای 8: 1: 1)، مخلوط شدند. مخلوط حاصل به مدت 2 ساعت در تاریکی نگهداری شده؛ آنگاه با سرعت 200 دور در دقیقه در دمای محیط و در تاریکی توسط شیکر بهم زده، سپس به مدت 5 دقیقه در دمای محیط، با سرعت  g 10000 سانتریفیوژ و مایع رویی به تیوب دیگری منتقل شد. رسوب حاصل مجدداً عصاره­گیری شد. این مرحله نیز همانند مرحله قبل انجام شد با این تفاوت که عصاره­گیری توسط 5 میلی­لیتر استون 70 درصد صورت گرفت. پس از ترکیب نمودن عصاره حاصل از مرحله اول (عصاره متانولی) با عصاره حاصل از مرحله دوم (عصاره استونی)، عصاره نهایی تا زمان اندازه­گیری پلی­فنل کل در تاریکی و در فریزر 20- درجه سانتی­گراد نگهداری شد (26 و 48). میزان پلی­فنل کل بر اساس روش فولین- سیوکالته چنانچه سلمانیان و همکاران (1393) بیان نموده­اند، اندازه­گیری شد (9). اساس کار در این روش، احیای معرف فولین توسط ترکیبات فنلی در محیط قلیایی و ایجاد کمپلکس آبی رنگ است که حداکثر جذب را در طول موج 760 نانومتر نشان می­دهد. به طور خلاصه در این روش، 20 میکرولیتر از محلول عصاره درون لوله آزمایش با 160/1 میلی لیتر آب مقطر و 100 میکرولیتر معرف فولین سیوکالته مخلوط شدند. بعد از گذشت 1 تا 8 دقیقه، 300 میکرولیتر محلول بی­کربنات سدیم (20 درصد وزنی- حجمی)  به محتوای لوله آزمایش افزوده شد. لوله­های آزمایش بعد از تکان دادن، درون حمام آب با دمای 40 درجه سانتی­گراد قرار گرفته و پس از گذشت 30 دقیقه، جذب آنها با دستگاه اسپکتروفتومتر در طول موج 760 نانومتر خوانده شد. میزان پلی­فنل کل با استفاده از منحنی استاندارد گالیک اسید بر حسب میکروگرم گالیک اسید بر میلی­گرم دانه بیان گردید (9).

اندازه­گیری محتوای اسیدهای آمینه آزاد: 5/0 گرم از بافت تازه برگ با 5 میلی­لیتر اتانول 10 درصد ساییده و حجم آن با آب مقطر به 100 میلی­لیتر رسانده شد. پس از صاف نمودن هموژن حاصل توسط کاغذ صافی، برای تعیین میزان اسیدهای آمینه آزاد، 1/0 میلی­لیتر از عصاره صاف شده برداشته و  به آن 1 میلی­لیتر بافر استیک اسید- استات سدیم، 3 میلی­لیتر معرف نین­هیدرین و 1/0 میلی­لیتر، آسکوربیک اسید 3 درصد اضافه شد. محلول فوق به مدت 15 دقیقه در بن ماری 100 درجه سانتی­گراد قرار گرفت. پس از سرد شدن، حجم محلول فوق با اتانول 60 درصد به 20 میلی­لیتر رسانده و جذب توسط اسپکتروفتومتر در طول موج 470 نانومتر قرائت شد. میزان اسیدهای آمینه آزاد با استفاده از منحنی استاندارد گلیسین بر حسب میکروگرم گلیسین بر گرم برگ تازه، بیان گردید (12 و 63).

اندازه­گیری پروتئین محلول کل: 1 گرم از بافت برگ تازه در حضور بافر استخراج (پتاسیم فسفات 50 میلی­مولار با 7pH=) له شد. برای عصاره­گیری، مخلوط حاصل به لوله­های سانتریفیوژ منتقل و  به مدت 10 دقیقه با سرعت    g38990 در دمای 4 درجه سانتی­گراد، سانتریفیوژ شد. پروتئین محلول کل مطابق روش بردفورد (1979) اندازه­گیری شد. سپس 10 میکرولیتر از محلول رویی سانتریفیوژ شده را با 200 میکرولیتر معرف رنگی بردفورد و 790 میکرولیتر آب مقطر ترکیب و جذب در طول موج 595 نانومتر خوانده شد. میزان پروتئین محلول کل با استفاده از منحنی استاندارد آلبومین سرم گاوی بر حسب میلی­گرم بر گرم برگ تازه بیان شد (10 و 25).

اندازه­گیری فعالیت آنزیم سوپراکسید دیسموتاز: 1 گرم از نمونه برگ در 2 میلی­لیتر فسفات بافر در هاون ساییده و  به مدت 10 دقیقه با سرعتg  38990 در دمای 4 درجه سانتی­گراد سانتریفیوژ شد. 100 میکرولیتر از محلول رویی به عنوان عصاره آنزیمی مورد استفاده قرار گرفت. سنجش فعالیت آنزیم به کمک سنجش توانایی آن در جلوگیری از احیاء نوری نیتروبلوتترازولیوم (NBT) در طول موج 560 نانومتر انجام گرفت. برای این منظور ابتدا محلول بافر فسفات 50 میلی­مولار با 8/7pH= تهیه شد. به منظور تهیه محلول واکنش، ترکیبات EDTA 1/0 میلی­مولار، NBT 75 میکرومولار، متیونین 13 میلی­مولار و ریبوفلاوین 2 میکرومولار، به ترتیب به یکدیگر اضافه و محلول حاصل در تاریکی نگه داشته شد. از هر نمونه عصاره، 100 میکرولیتر در هر ویال ریخته و 900 میکرولیتر از محلول واکنش به آن اضافه گردید؛ با قرار گرفتن نمونه تحت روشنایی لامپ 40 وات، بلافاصله واکنش آغاز شد. پس از 10دقیقه جذب نمونه در طول موج 560 نانومتر خوانده شد. برای سنجش فعالیت آنزیم، نیاز به شاهد روشنایی است. شاهد روشنایی شامل 100 میکرولیتر بافر فسفات (فاقد آنزیم) و 900 میکرولیتر محلول واکنش بود. همچنین از ترکیب واکنشی کامل دیگری به عنوان نمونه بلانک استفاده شد که حاوی عصاره آنزیمی بود و از ابتدا در تاریکی مطلق قرار گرفت. به این ترتیب میزان فعالیت آنزیم سوپراکسید دیسموتاز در نمونه­ها در مقایسه با شاهد روشنایی سنجیده شد. به دلیل عدم وجود آنزیم در شاهد روشنایی، احیاء NBT در حضور نور به طور صد درصد انجام گرفته و تمام NBT موجود در محلول واکنش به فورمازون تبدیل می­شود. میزان جذب این شاهد در طول موج 560 نانومتر نشان­دهنده صد در صد احیای نوری NBT است و نیمی از آن، معادل یک واحد آنزیمی می‍باشد. بنابراین یک واحد آنزیمی سوپراکسید دیسموتاز، مقدار آنزیمی است که موجب 50 درصد ممانعت از احیای نوری NBT می­گردد. اختلاف جذب نمونه­ها و شاهد روشنایی در طول موج 560 نانومتر، نشان­دهنده مهار احیاء نوری NBT در حضور آنزیم سوپراکسید دیسموتاز موجود در نمونه می­باشد. با استفاده از این اختلاف جذب، واحد آنزیمی نمونه­ها محاسبه شده و فعالیت ویژه آنزیم بر حسب واحد آنزیم در مقدار پروتئین کل (بر حسب میلی­گرم) در 100 میکرولیتر عصاره بیان گردید (1، 2 و 29). درصد ممانعت­کنندگی از احیای NBT در هر نمونه از طریق رابطه 1 محاسبه شد که Z بیانگر تعداد واحد آنزیمی بر حسب میکرولیتر و Y بیانگر میزان ممانعت­کنندگی بر حسب درصد می­باشد (رابطه 2). عدد 100 در واقع حجم عصاره آنزیمی است.

(رابطه1) جذب نمونه                            = Z

Y= میزان ممانعت­کنندگی بر حسب درصد

Z= تعداد واحدآنزیمی برحسب میکرولیتر

(رابطه2)                      =Y

ODsample= جذب نمونه دارای عصاره آنزیمی

ODcontrol= جذب نمونه فاقد عصاره آنزیمی

مشاهده کروموزومها: مراحل جوانه­زنی بذرها، پیش تیمار، تثبیت، هیدرولیز و رنگ­آمیزی به منظور تهیه لام به شرح زیر انجام شد. برای استفاده از مریستم انتهای ریشه، تعدادی بذر روی کاغذ صافی مرطوب در پتری دیش قرار داده شد. بدون ضدعفونی کردن بذرها پیش از ریشه­زایی، بدون هیچ مشکلی ریشه­زایی رخ داد. پتری دیشها به مدت 48 ساعت در انکوباتور با دمای 26 درجه سانتی­گراد قرار داده شدند. وقتی طول ریشه­ها به 1 سانتیمتر رسید عمل قطع ریشه انجام شد (4، 15 و 16). ریشه­ها به محلول حاوی 8- هیدروکسی کینولین 002/0 مولار و دی­متیل­سولفوکسید 03/0 درصد منتقل شده و به مدت 3 الی 5 ساعت در تاریکی در یخچال نگهداری شدند. در این مرحله ریشه­ها در محلول کارنوی I (اتانول- استیک­اسید (1:3)) در یخچال به مدت 24 ساعت نگهداری شد. سپس ریشه­ها به الکل 70 درصد انتقال داده شد و تا زمان استفاده از آنها، در یخچال نگهداری شدند. قبل از رنگ­آمیزی، ریشه­ها 2 بار به مدت 5 دقیقه توسط آب مقطر شستشو داده شده، سپس توسط سیترات بافر 01/0 مولار به مدت 30 دقیقه تیمار شد. ریشه­ها به مدت 4 ساعت در پکتیناز 1 درصد و سلولاز (50 میلی­گرم سلولاز و 1 میلی­لیتر پکتیناز رقیق شده در 10 میلی­لیتر سیترات بافر 01/0 مولار با 8/4-5/4pH=) و در دمای 37 درجه­ سانتی­گراد گرمخانه­گذاری شد، سپس به مدت 11 دقیقه در هیدروکلریک­اسید 1 نرمال در دمای 60 درجه­ سانتی­گراد هیدرولیز شدند. رنگ­آمیزی به روش فولژن یعنی قرار گرفتن ریشه­ها در محلول استوکارمن 1 درصد به مدت 1ساعت در دمای 37 درجه­ سانتی­گراد صورت گرفت. سپس ریشه­ها روی لام قرار گرفت و پس از افزودن استیک­اسید  45درصد، عمل اسکواش انجام شد (32).

بررسی پروتئینها به روش SDS-PAGE: برای استخراج پروتئین­های محلول، قطعات برگ با کمک ازت مایع کاملاً به صورت پودر درآمدند. سپس بافت نرم شده به لوله­های سانتریفیوژ منتقل و به نسبت 1 گرم بافت برگ به 3 میلی لیتر بافر استخراج با 7 pH= (Tris-HCl 50 میلی مولار، PMSF 1 میلی مولار، EDTA 2 میلی مولار و مرکاپتواتانول 1 میلی مولار) به لوله­ها افزوده گردید. سپس لوله­های حاوی محلول به مدت 3 الی 4 ساعت در دمای 4 درجه­ سانتی­گراد قرار داده شد و پس از آن به مدت 25 دقیقه با سرعت g 33965  در دمای 4 درجه­ سانتی­گراد سانتریفیوژ گردید. پس از آن محلول رویی جمع­آوری و توسط استون سرد (1 حجم نمونه به 3 حجم استون) رسوب داده و در دمای 20- درجه سانتی­گراد فریزر به مدت 20 دقیقه نگهداری شد. پس از آن مجدداً به مدت 15 دقیقه با g 33965 در دمای 4 درجه­ سانتی­گراد سانتریفیوژ گردید. در این مرحله محلول رویی به آرامی خالی گردید و رسوب حاصله در دمای اتاق کاملاً خشک و پس از آن به این رسوب مقدار کمی از بافر استخراج (حدوداً 300 میکرولیتر) افزوده شده، با دقت رسوب موجود حل گردید و مجدداً به مدت 5 دقیقه با g 33965 در دمای 4 درجه­ سانتی­گراد سانتریفیوژ گردید و  برای بررسی پروتئینها به روش SDS-PAGE استفاده شد (37). به منظور انجام SDS-PAGE  از دستگاه الکتروفورز عمودی (شرکت پایا پژوهش پارس، ایران) استفاده شد. ژل آکریل­آمید 5/12 درصد در شرایط احیایی بر اساس روش Laemmli ساخته شده و باندهای پروتئینی با رنگ­آمیزی کوماسی بریلیانت بلو R250 ظاهر شدند (7 و 38).

تجزیه و تحلیل داده­ها: پژوهش حاضر بر اساس یک طرح کاملاً تصادفی با 3 تکرار برای هر آنالیز انجام شد. نتایج به صورت میانگین± تغییرات انحراف استاندارد بیان شدند و برای تحلیل داده­ها از آنالیز ANOVA و آزمون دانکن با نرم­افزار SPSS نسخه 16 استفاده شد.

نتایج و بحث

از نظر میزان پلی­فنل کل دانه، واریته Q29 (62/2±90/12 میکروگرم گالیک اسید بر میلی­گرم دانه) در مقایسه با سایر واریته­ها دارای بیشترین مقدار بود که این اختلاف از نظر آماری کاملاً معنی­دار شد (p<0.05). میزان پلی­فنل کل در واریته Q29 تقریبا 4 برابر پلی­فنل کل دانه در واریته Titicaca (39/0±28/3 میکروگرم گالیک اسید بر میلی­گرم دانه) بود (شکل 1). ژنوتیپ­های مختلف هر محصول کشاورزی خاص از نظر ظرفیت آنتی­اکسیدانی و میزان ترکیبات فنلی با یکدیگر متفاوت هستند (64، 65 و 66). بین محتوای پلی­فنل کل و فعالیت آنتی­اکسیدانی رابطه­ای­ خطی برقرار است و با افزایش محتوای پلی­فنل کل، فعالیت آنتی­اکسیدانی در دانه­ها افزایش می­یابد (34، 39، 40 و 67). وجود این ارتباط قوی بین محتوای پلی­فنل کل و فعالیت آنتی­اکسیدانی، حاکی از آن است که محتوای پلی­فنل کل، شاخص پیش­بینی­کننده­ مناسبی برای ارزیابی فعالیت آنتی­اکسیدانی دانه­ها در شرایط آزمایشگاهی می­باشد. دانه­های کینوا به واسطه­ وجود ترکیبات فنلی، دارای خاصیت آنتی­اکسیدانی می­باشند که خطر ابتلا به آن دسته از بیماریها را که با افزایش رادیکالهای آزاد ارتباط مستقیم دارند، کاهش می­دهد (48). بنابراین واریته Q29 از این نظر به سایر واریته­ها ترجیح داده می­شود.

 

شکل1- مقایسه پلی­فنل کل در واریته­های کینوا. حروف a و b بیانگر تفاوتهای معنی­دار بین واریته­هاست (p<0.05).

بیشترین میزان اسیدهای آمینه­ آزاد برگ متعلق به واریته­ Titicaca و کمترین میزان، متعلق به واریته­ Q18 بود که این اختلاف از نظر آماری نیز معنی­داری بود (p<0.05). پس از واریته­ Titicaca (25/1±68/42 میلی­گرم گلیسین بر گرم برگ تازه)، میزان اسیدهای آمینه­ آزاد برگ به ترتیب در واریته­های Q29 (27/1±41/39 میلی­گرم گلیسین بر گرم برگ تازه)، RedCarina (74/2±33/38 میلی­گرم گلیسین بر گرم برگ تازه)، Q22 (24/9±07/35 میلی­گرم گلیسین بر گرم برگ تازه) و Q18 (72/2±44/31 میلی­گرم گلیسین بر گرم برگ تازه) بیشتر بود (شکل 2). واریته­های Q29، RedCarina و Q22 از نظر آماری تفاوت معنی­داری با یکدیگر نداشتند. بین این سه واریته با واریته Titicaca و نیز بین این سه واریته با واریته Q18 تفاوت معنی­داری مشاهده نشد؛ هرچند که واریته­های Titicaca و Q18، خود در دو سطح آماری مختلف قرار داشتند. در زمان کمبود آب، پتانسیل نگهداری آب برای رشد پیوسته و یکنواخت گیاه، ضروری است و این امر از طریق سازوکارهای تنظیم اسمزی ناشی از تجمع مواد محلول سازگار در سیستم امکانپذیر می­باشد (56).  برخی گیاهان از قبیل هالوفیتها در پاسخ به کمبود آب، اسمولیتهای رقابتی مانند اسیدهای آمینه آزاد و قندهای الکلی را به مقادیر زیاد در سلولهای خود تجمع می­سازند. اثبات شده است که اسمولیتهای رقابتی با واکنشهای بیوشیمیایی معمول هیچگونه تداخلی ندارند و تنها به عنوان اسمولیتهای محافظتی در حین تنش اسمزی عمل می­کنند (17). در شرایط تنش خشکی، میزان فتوسنتز به دلیل بسته شدن روزنه­ها کاهش می­یابد. با پیشرفت خشکی، به دلیل تغییرات بیوشیمیایی در کلروپلاست، تثبیت گاز دی­اکسید کربن کاهش بیشتری پیدا کرده و در چنین شرایطی کاهش تثبیت گاز دی­اکسید کربن موجب احیای شدید زنجیره انتقال الکترون فتوسنتزی و نشت الکترون به مولکول اکسیژن و در نتیجه تشکیل انواع اکسیژن فعال (ROS) می­گردد. در غلظتهای زیاد، اکسیژنهای فعال از طریق تخریب اکسیداتیو لیپیدها، پروتئینها و اسیدهای نوکلئیک به سازوکارهای طبیعی سلول آسیب می­رسانند (24، 27، 49 و 53). تحقیقات نشان داده­اند که در آن دسته از ژنوتیپهای کینوا که نسبت به خشکی و تنش کم­آبی مقاومند، مقدار اسیدهای آمینه آزاد برگ در مقایسه با ژنوتیپهای حساس به خشکی و کم­آبی، بیشتر است. همچنین، در تمام ژنوتیپها میزان اسیدآمینه آزاد گلیسین در برگ در شرایط کم­آبی بیش از شرایط معمولی است (17).

 

شکل2- مقایسه میزان اسیدآمینه آزاد در واریته­های کینوا. حروف a و b بیانگر تفاوتهای معنی­دار بین واریته­هاست (p<0.05).

میزان پروتئین محلول کل در واریته­های Q18، Q29 و Q22 بیشتر از دو واریته Titicaca و RedCarina بود. با توجه به نتایج آنالیز آماری (شکل 3)، واریته­های Q18 (31/0±62/2 میلی­گرم بر گرم برگ تازه)، Q29 (19/0±36/2 میلی­گرم بر گرم برگ تازه) و Q22 (85/0±20/2 میلی­گرم بر گرم برگ تازه) که به ترتیب دارای بیشترین میزان پروتئین محلول کل بودند، همگی در یک سطح قرار گرفتند (p<0.05). بین واریته­های Titicaca (56/0±90/0 میلی­گرم بر گرم برگ تازه) و RedCarina (09/0±43/0 میلی­گرم بر گرم برگ تازه) نیز تفاوت معنی­داری مشاهده نشد. در مطالعاتی که به منظور بررسی پاسخهای بیوشیمیایی و فیزیولوژیک گیاهان به تنش انجام می­شود، مقدار پروتئین کل یکی از شاخصهای بیوشیمیایی محسوب می­گردد. زیتون نیز یکی از گونه­های متحمل به خشکی است اما پژوهشها نشان داده که ارقام مختلف زیتون، تحمل متفاوتی نسبت به کمبود آب نشان می­دهند. در شرایط تنش، پروتئین محلول کل در تمام ارقام کاهش می­یابد اما تفاوت معنی­داری بین ارقام وجود ندارد (3). در بررسی اثرات تنش خشکی و ژنوتیپ بر عملکرد دانه نخود در شرایط مزرعه در مرحله زایشی، تنش خشکی، میزان پروتئین محلول برگ را از 5/17 به 5 میلی گرم بر گرم وزن تر کاهش داد، اما در مجموع رابطه­ای بین میزان پروتئین محلول برگ و مقاومت به خشکی مشاهده نشد (11). تنش آبی سطوح پروتئینی گیاهان را تحت تأثیر قرار داده و نتایج ضد و نقیضی را به همراه داشته است به طوری که برخی کاهش و گروهی افزایش در سطوح پروتئینی را تحت تنش آبی گزارش کرده­اند (50 و 57).

 

شکل3-  مقایسه میزان پروتئین محلول کل در واریته­های کینوا. حروف a و b بیانگر تفاوتهای معنی­دار بین واریته­هاست (p<0.05).

فعالیت آنزیم سوپراکسید دیسموتاز در واریته­ RedCarina (118/0±747/0 واحد آنزیمی بر میلی­گرم پروتئین محلول برگ تازه) بیش از سایر واریته­ها بود که البته این اختلاف معنی­دار بود (p<0.05). پس از واریته­ RedCarina، واریته­ Titicaca (004/0±417/0 واحد آنزیمی بر میلی­گرم پروتئین محلول برگ تازه) از نظر فعالیت آنزیم سوپراکسید دیسموتاز بیشترین میزان را داشت (شکل 4). واریته­های  Q22 (013/0±163/0 واحد آنزیمی بر میلی­گرم پروتئین محلول برگ تازه)، Q29 (001/0±158/0 واحد آنزیمی بر میلی­گرم پروتئین محلول برگ تازه) و Q18 (001/0±144/0 واحد آنزیمی بر میلی­گرم پروتئین محلول برگ تازه) نیز از نظر آماری در یک سطح قرار گرفتند. وجود رابطه­ معکوس بین میزان پروتئین محلول کل و میزان فعالیت سوپراکسید دیسموتاز می­تواند به علت اثر تنش بر میزان تولید ترکیبات اکسیداتیو و کاهش میزان پروتئین در نتیجه­ اثر این ترکیبات بر تجزیه­ پروتئین و نیاز به حضور بیشتر سوپراکسید دیسموتاز جهت رفع اثر این اکسیدانها باشد. این مطلب توسط سی و سه مرده و همکاران (1393) نیز بیان شده است (11). سوپراکسید دیسموتاز یک آنتی­اکسیدان قوی است که اولین ماده­ تولید شده از احیای یک ظرفیتی اکسیژن، یعنی رادیکال سوپراکسید را از بین می­برد و به اکسیژن و پراکسید هیدروژن تبدیل می­کند و در نتیجه باعث پایداری غشاء و سلولهای گیاهی در شرایط خشکی می­شود، بنابراین سوپراکسید دیسموتاز به عنوان دفاع اولیه در مقابل رادیکالهای آزاد و اکسیژن در نظر گرفته می­شود (18).  توحیدی مقدم و همکاران (2009)، گزارش کردند که در طی بروز تنش خشکی بر میزان فعالیت سوپراکسید دیسموتاز، افزوده می­شود (60). افزایش فعالیت سوپراکسید دیسموتاز که آنزیمی ضد­اکسنده است تحت تنش خشکی موجب افزایش مقاومت گیاه در مقابل تنش خشکی شده و از کاهش رشد و عملکرد گیاه جلوگیری می­نماید (6). محققان بیان نموده­اند که در پاسخ به تنش خشکی، فعالیت آنزیم سوپراکسید دیسموتاز، افزایش می­یابد که میزان آن در شرایط تنش شدید بیش از تنش ملایم است (52). در گیاهان، افزایش سطح آنزیمهای آنتی­اکسیدان و فعالیت ویژه آنزیم سوپراکسید دیسموتاز، یکی از سازوکارهای دفاعی گیاه برای مقابله با استرس دمای پایین و یخ­زدگی است (41). Clare و همکاران (1984) نشان دادند که در گیاه مقاوم به سرمای Chlorella Ellipsoidea، مقدار سوپراکسید دیسموتاز در استرس سرمایی بالا می­رود (28). در پژوهشی دیگر در باب برگهای جو که یک دوره دمای زیر صفر را گذرانده بودند، آنزیم سوپراکسید دیسموتاز در اثر استرس یخ­زدگی افزایش یافت. در واقع افزایش فعالیت سوپراکسید دیسموتاز در فضای بین سلولی در برگ جو از مهم­ترین سازوکارهای افزایش تحمل یخ­زدگی در این گیاه است (45). در برگ چای، سازوکارهای آنزیمی و افزایش فعالیت آنزیمهای آنتی­اکسیدانی می­تواند تا حد زیادی خطرها و آسیبهای ناشی از کاهش دما را مرتفع سازد. در برگ چای آنزیم سوپراکسید دیسموتاز در اثر کاهش دما فعالیت خود را با هدف خنثی کردن و به حداقل رسانیدن آسیبهای اکسیداتیو افزایش می­دهد (9). افزایش رادیکالهای آزاد مثل سوپراکسید، نتیجه­ مواجهه­ گیاه با تنشهای محیطی مانند خشکی است. در این راستا، واکنش بعدی گیاه، سنتز و فعالیت بیشتر آنزیم سوپراکسید دیسموتاز در جهت خنثی­سازی هر چه بیشتر آنیون مخرب سوپراکسید می­باشد. فعالیت آنزیم سوپراکسید دیسموتاز در سلولها در پاسخ به تنشهای مختلف محیطی و تنشهای غیرزیستی مانند شدت نور بالا، شوری و خشکی افزایش پیدا می­کند. نتایج تحقیقات مؤید این است که همبستگی مثبت و بسیار بالایی بین تحمل تنشهای اکسیداتیو، که به دلیل تنشهای محیطی ایجاد می­شود و افزایش غلظت آنزیمهای آنتی­اکسیدانی وجود دارد (1، 20، 42 و 51). حبیبی و همکاران (2004)، در بررسی نحوه­ فعالیت آنزیمهای آنتی­اکسیدان در شرایط مزرعه در 5 رقم آفتابگردان، نشان دادند که در اثر تنش خشکی، فعالیت سوپراکسید دیسموتاز افزایش می­یابد (35). در تحقیق مشابهی که توسط شرما و دوبی (2005)، روی نشاهای برنج انجام شد نیز مشخص گردید که فعالیت سوپراکسید دیسموتاز در اثر تنش خشکی افزایش می­یابد (54). افزایش فعالیت سوپراکسیددیسموتاز در اثر تنش به وسیله محققین دیگر نیز گزارش شده است. ملازم و بشیرزاده (1396) در بررسی فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدان در ارقام ذرت (Zea mays L.) نشان دادند که تحت تنش شوری فعالیت سوپراکسید دیسموتاز افزایش می­یابد (13). همان طور که نتایج مربوط به اندازه­گیری اسیدهای آمینه آزاد نشان داده است میزان اسیدآمینه آزاد در برگ واریته Q18 کمتر از سایر واریته­هاست، با توجه به کمتر بودن میزان فعالیت آنزیم سوپراکسیددیسموتاز در این واریته می­توان استنباط نمود که احتمالاً این واریته در مقایسه با سایر واریته­ها توان کمتری در مقابله با شرایط خشکی و کم­آبی و سرما دارد.

 

شکل4- مقایسه واریته­های کینوا از نظر میزان فعالیت آنزیم سوپراکسید دیسموتاز. حروف a، b و c تفاوتهای معنی­دار بین واریته­ها را نشان می­دهد(p<0.05).

شکل 5 سلولهای مریستم نوک ریشه را در مرحله­ متافاز تقسیم میتوز نشان می­دهد. در هر 5 واریته­ مورد مطالعه، کروموزومها از نظر اندازه بسیار کوچک و فاقد بازوی مشخص بوده که تشخیص محل سانترومر را غیر ممکن می­سازد. در مرحله­ متافاز میتوز با از بین رفتن غشای هسته، رنگ­پذیری کروموزومها میسر شد. در سلولهایی که در مرحله­ متافاز تقسیم میتوز بودند، اغلب کروموزومها به شکل نقاطی در وسط سلول حضور داشتند. با توجه به ماهیت ظاهری منحصر به فرد کروموزومها در گونه گیاهی مورد مطالعه، امکان شمارش دقیق کروموزومها در مرحله متافاز تقسیم میتوز با استفاده از میکروسکوپ نوری حتی در بزرگنمایی 1000× نیز در هیچ یک از واریته­ها فراهم نشد. اطلاعات اندکی در مورد سیتوژنتیک کینوا وجود دارد (64). فراتر از این مطلب که تمام واریته­های Chenopodium quinoa، دارای36n=2 می­باشند، اطلاعات چندانی در دسترس نمی­باشد (21، 23، 36 و 62). در مطالعات محققین دیگر نیز گزارش شده است که اندازه­های کروموزومها در این گونه بسیار کوچک بوده و کروموزومها اساسا فاقد پارامترهای افتراقی می­باشند؛ لذا انجام کاریوتایپ به شکل متداول برای آنها امکان­پذیر نیست. در تصاویری که این محققان توسط میکروسکوپ انرژی اتمی (AFM) از کروموزومهای کینوا تهیه نمودند تنها قادر به مشاهده و شمارش 32 کروموزوم از 36 کروموزوم شدند. آنها بیان نمودند که این کروموزومها کوچکتر از اندازه طبیعی کروموزومهای سایر گونه­ها می­باشند. تصاویر حاصل از AFM حاکی از آن بود که ضخامت کروموزومهای کینوا، یکنواخت نبوده و بین 160 تا 310 نانومتر متغیر است. مطابق گزارش آنها طول کروموزومهای کینوا بین 600 نانومتر تا 1/3 میکرومتر بود (64). زیر گونه Barandales کینوا نیز دارای کروموزومهایی به طول 17/1 تا 96/1 میکرومتر می­باشد (47).

 

شکل5- تصویر کروموزومها با بزرگنمایی 1000× میکروسکوپ نوری در مرحله­ متافاز میتوز. الف- واریته­ Q18 ب- واریته­ Q22  ج- واریته­ Red Carina د- واریته Q29 ه- واریته­ Titicaca.

با توجه به الگوی الکتروفورزی SDS-PAGE پروتئینهای محلول برگ (شکل 6) به طور کلی در برگ گیاه کینوا، در هر 5 واریته، باندهای پروتئینی با وزن مولکولی تقریبی 35، 55، 60 و 170 کیلودالتون، مشاهده شد که احتمالاً پروتئینهای اختصاصی کینوا می­باشند.

شکل 6- الگوی الکتروفورزی SDS-PAGE پروتئینهای محلول برگ واریته­های  مختلف کینوا. چاهک 1: واریته­ Q22، چاهک 2: واریته Titicaca، چاهک 3: واریته­ Q29، چاهک 4: واریته Q18، چاهک 5: واریته­ RedCarina و چاهک 6: نشانگر وزن مولکولی

پروتئین ذخیره­ای غالب در کینوا، گلوبولینهای  S11 و  S7 هستند. گلوبولینها بر اساس ضریب سدیمنتاسیون به دو گروه S 12-11 و S 8-7 تقسیم می­شوند.  اخیراً گلوبولین S 11 کینوا به نام کنوپودین نامگذاری شده است. کنوپودین دارای دو زیر واحد، یکی زیر واحد پلی­پپتید اسیدی، با وزن مولکولی 39-32 کیلودالتون و یک پلی­پپتید بازی با وزن مولکولی 23-22 کیلودالتون می­باشد (59). در تحقیق Toapanta و همکاران (2016)، پروتئینهایی با وزن مولکولی 36-33 کیلودالتون در تمام pH های مورد آزمایش، با میزان بیان زیاد قابل مشاهده بود که در واقع همان پلی­پپتید اسیدی S 11 می­باشند (59). محققان دیگری نیز پروتئین­های با وزن مولکولی 36-20 کیلودالتون را مشاهده نموده و این پروتئینها را کنوپودین معرفی نمودند (14). در تحقیق دیگری، در تمام pH های مورد آزمایش، پروتئینی با وزن مولکولی 33 کیلودالتون با میزان بیان زیاد یافت شده بود؛ آنها با توجه به یافته­های Abugoch و همکاران (2008) (14)، پروتئینهای با وزن مولکولی 33-31 کیلودالتون را کنوپودین دانستند (30). پروتئینی با وزن مولکولی 55 کیلودالتون در تمام pH های مورد آزمایش توسط Elsohaimy و همکاران (2015) (30)، مشاهده شده بود که با توجه به یافته­های سایر محققان (14)  دریافتند که این پروتئین، گلوبولین می­باشد. پروتئین­هایی با وزن مولکولی 60 کیلودالتون نیز در تمام pH های مورد آزمایش Toapanta و همکاران (2016) (59)، یافت شده بودند که آنها با توجه به یافته­های  Abugoch و همکاران (2008) (14)، دریافتند که این پروتئینها متعلق به S 7 گلوبولین می­باشد.Elsohaimy  و همکاران (2015) (30)، در هیچ یک از pH های مورد مطالعه­ خود پروتئین با وزن مولکولی 85 کیلودالتون را مشاهده نکردند.Toapanta  و همکاران (2016) (59)، نیز در هیچ یک از pH­های مورد آزمایش خود در حضور 2- بتامرکاپتواتانول، پروتئینهای با وزن مولکولی بالا به عنوان مثال، 130 کیلودالتونی را مشاهده نکردند. در تحقیقی که توسط Omar و همکاران (2014) (46)، انجام شد در مقایسه پروتئینهای 5 ژنوتیپ مختلف کینوا به نامهای Kvlsra3، Kvlsra2، Regolano، Q37 و Q52 به روش SDS-PAGE، باندهای پروتئینی مختلفی مشاهده شدند. در واریته­ Kvlsra2 یک باند منحصر به فرد با وزن مولکولی 103 کیلودالتون، در واریته Q37  باندهای منحصر به فردی با وزنهای مولکولی 100، 80، 74، 69، 63 و 52 کیلودالتون و در واریته­ Regolano، دو باند منحصر به فرد با وزنهای مولکولی 92 و 87 کیلودالتون مشاهده شدند. در هیچ یک از مطالعات انجام شده روی گیاه کینوا، باند پروتئینی با وزن مولکولی 170 کیلودالتون گزارش نشده است. در ایالات پارانای برزیل، پتانسیل بالایی برای تولید محصولات کشاورزی به خصوص تولید محصولاتی از قبیل ذرت و لوبیای سویا وجود دارد. کشت کینوا می­تواند در فصل آیش با توجه به مدیریت چرخش کشت، به عنوان یک کشت جایگزین مناسب با هدف تولید محصول دانه­ای در این مزارع به کار رود. با توجه به زودرس بودن کینوا، این کشت می­تواند به صورت متناوب با ذرت یا لوبیای سویا جایگزین شود (22). پروتئینهای سویا مخلوطی از پروتئینهای گلوبولی از جمله کانگلیسینین (با وزن مولکولی 170-140 کیلودالتون دارای سه زیر واحد گلیکوزیله شده) و گلیسینین (با وزن مولکولی 375-340 کیلودالتون) می­باشد. گلوبولین S 7 و گلوبولین S 11 به ترتیب 37 و 31 درصد از پروتئینهای سویا را تشکیل می­دهند. بتاکانگلیسینین در واقع پروتئین گلوبولین S 7 است که در لوبیای سویا یافت شده است (43). در سایر منابع وزن مولکولی بتاکانگلیسینین 180-140 کیلودالتون گزارش شده است (44، 55 و58). این پروتئین در داروسازی و پزشکی به عنوان نشانگر تشخیص واکنشهای مقاوم آلرژیک نسبت به سویا، قابلیت استفاده دارد. این پروتئین در مقایسه با گلیسینین، مقاومت حرارتی کمتری داشته و در دماهای 80-70 درجه­ سانتی گراد، دناتوره می­شود (43). پروتئینهای لوبیای سویا توسط حرارت، تشکیل ژل می­دهند. این خصوصیت برای استفاده از پروتئینها در سیستمهای غذایی بسیار مهم است. ژل تشکیل­شده از گلوبولین S 11 دارای کدورت بوده اما ژل تشکیل شده از گلوبولین S 7 دارای کدورت کمتری است (33). با توجه به مطالب بالا این احتمال وجود دارد که باند پروتئینی 170 کیلودالتونی یافت شده در الگوی الکتروفورزی پروتئینهای محلول کینوا، بتاکانگلیسینین باشد.

1-ابریشم چی، پ.، گنجعلی، ع.، ساکنی، ح.، 1391. بررسی صفات مورفولوژیک، میزان پرولین و فعالیت آنزیم های آنتی اکسیدان در ژنوتیپ های نخود (.Cicer irietinum L) در شرایط تنش خشکی. نشریه پژوهش های حبوبات ایران 3 (2)، 30-17.
2-امینی، ز.، حداد، ر.، 1392. نقش رنگیزه­های فتوسنتزی و آنزیم­های آنتی­اکسیدان در مقابل تنش اکسیداتیو. مجله پژوهش­های سلولی و مولکولی (مجله زیست­شناسی ایران) 26 (3)، 265-251.
3-امینی، ز.، معلمی، ن.، سعادتی، ص.، 1393. مقایسه ی اثر تنش کم آبی بر تغییرات میزان پرولین و فعالیت آنزیم های آنتی اکسیدان در سه رقم زیتون (Olea europaea L.). مجله ی پژوهش های گیاهی (مجله زیست شناسی ایران) 27 (2).
4-ایمانی، ص.، رهباریان، ر.، معصومی، ع.، خاوری خراسانی، س.، 1393. بررسی سیتوژنتیکی اکوتیپ­های مختلف گیاه دارویی کاسنی (Cichorium intybus L.). مجله علمی- پژوهشی زیست­فناوری گیاهان زراعی 4 (7)، 34-25.
5-جمالی، ص.، شریفان، ح.، هزار جریبی، ا.، سپهوند، ن.ع.، 1395. بررسی تأثیر سطوح شوری بر جوانه زنی و شاخص های رشد دو رقم گیاه کینوا (Chenopodium quinoa Willd). نشریه حفاظت منابع آب و خاک، 6 (1)، 98-87.
6- حسن­پور لسکوکلایه، ک.، احمدی، ج.، دانشیان، ج.، حاتمی، ص.، 1394. بررسی تغییرات میزان کلروفیل، پروتئین و آنزیم­های آنتی­اکسیدانت در گندم دوروم تحت تنش خشکی. پژوهشنامه اصلاح گیاهان زراعی 7 (15).
7-زاهدی، ی.، وریدی، م. ح.، وریدی، 1394. ارزیابی اثر جنس و نوع عضله بر الگوی پروتئولیز پروتئین های میوفیبریلی گوشت شتر یک کوهانه ایرانی در مدت زمان ترد شدن. نشریه ی پژوهش و نوآوری در علوم و صنایع غذایی 4(2)، 116-97.
8-سپهوند، ن. ع.، تواضع، م.، کهبازی، م.، 1389. کینوا گیاهی ارزشمند برای امنیت غذایی و کشاورزی پایدار در ایران. یازدهمین کنگره علوم زراعت و اصلاح نباتات ایران.
9-سلمانیان، ش.، صادقی ماهونک، ع.ر.، اعلمی، م.، قربانی، م.، 1393. ارزیابی ترکیبات تام فنولی، فلاونوئیدی، آنتوسیانینی و فعالیت ضد باکتریای و آنتی­اکسیدانی عصاره استونی میوه ولیک. مجله دانشگاه علوم پزشکی رفسنجان 13 (1)، 66-53.
10-سریری، ر.، رئوفی ماسوله، ع.، بخشی­خانیکی، غ.ر.، 1394. اثر سرما روی تخریب اکسیداتیو و فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدانت در برگ چای شمال ایران. یافته­های نوین در علوم زیستی 2، 311-298.
11-سی و سه مرده، ع.، غلامی، س.، بهرام نژاد، ب.، کانونی، ه.، صادقی، ف.، 1393. اثر تنش خشکی بر محتوای اسمولیت های سازگار، فعالیت آنزیمی و عملکرد دانه ژنوتیپ های نخود (Cicer arietinum L.). مجله علوم زراعی ایران 16 (2) 124-109.
12-مراد بیگی، ه.، خارا، ج.، 1390. ارزیابی تغییر برخی شاخص­های فیزیولوژیک و بیوشیمیایی حاصل از تعامل علف­کش تریفلورالین و همزیستی میکوریزی با قارچ Glomus versiforme در گیاه آفتابگردان (رقم لاکومکا). زیست شناسی ایران 3 (10)، 70-59.
13-ملازم، د.، بشیرزاده، علی.، 1396. بررسی فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدان و پرولین در ارقام ذرت (Zea mays L.) تحت تنش شوری. مجله پژوهش­های سلولی و مولکولی (مجله زیست­شناسی ایران) 30(1)، 84-74.
 
14-Abugoch, L.E., Romero, N., Tapia, C.A., Silva, J., Rivera, M. (2008). Study of some physicochemical and functional properties of quinoa (Chenopodium quinoa Willd) protein isolates. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 56: 4745-4750.
15-Afshari, F., Ebrahimi, M., Akbari, M., Farajpour, M. (2013). Cytological Investigation and new chromosome number reports in yarrow (Achillea millefolium Linnaeus 1753) accessions from Iran. Comparative Cytogenetics, 7 (4): 271-277.
16-Aksu, N., Inceer, H., Hiyirlioglu Ayaz, S. (2013). Karyptype analysis of six Achillea L. (Asteraceae, Anthemideae) taxa from Turkey, Caryologia: International Journal of Cytology, Cytosystematics and Cytogenetic, DOI: 10.1080/0087114.2013.787205
17-Al-Naggar, A.M.M., Abd El-Salam, R.M., Badran, A.E.E., Boulos, S.T., El-Moghazi, M.M.A. (2018). Leaf amino acids and anatomical traits of drought tolerant vs sensitive genotypes of quinoa (Chenopodium quinoa willd) under elevated levels of water stress. Annual Research and Review in Biology. 22(4): 1-19.
18-Alscher, R.G., Erturk, N., Health, L.S. (2002). Role of superoxide dismutase (SOD) in controlling oxidative stress in plant. Journal of Experimental Botany. 153: 1331-1341.
19-Alvarez-Jubete, L., Wijngaard, H., Arendt, E.K., Gallaghr, E. (2010). Polyphenol composition and in vitro antioxidant activity of amaranth, quinoa, buckwheat and wheat as affected by sprouting and baking. Food Chemistry. 119: 770-778.
20-Badawi, G.H., Yamauchi, Y., Shimada, E., Sasaki, N., Kawano, N., Tanaka, K., Tanaka, K. (2003). Enhanced tolerance to salt stress and water deficit by overexpressing superoxide dismutase in tobacco (Nicotiana tabacum) chloroplasts. Plant Science. 166: 919-928.
21-Bassett, I.J., and Crompton, C.W. (1982). The genus Chenopodium in Canada. Canadian Journal of Botany. 60: 586-610.
22-Belmonte, C., Soares de Vasconcelos, E., Tsutsumi, C.Y., Lorenzetti, E., Hendges, C., Coppo, J.C., Martinez, A., Pan, R., Brito, T.S. and Inagaki, A.M. (2018). Agronomic and productivity performance for quinoa genotypes in an Agroecological and conventional production system. American Journal of plant Sciences, 9,880-891.
23-Bhargava, A., Shukla, S., Ohri, D. (2006). Chenopodium quinoa: an Indian perspective. Industrial Crops and Products, 23: 73-87.
24-Bhattacharjee, S. (2005). Reactive oxygen species and oxidative burst: Roles in stress, senescence and signal transduction in plants. Current Science. 98 (7): 1113-1121.
25-Bradford, M.M. (1979). A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dyi binding. Analytical Biochemistry. 72: 248-254.
26-Brend, Y., Galili, L., Badani, H., Hovav, R., Galili, S. (2012). Total phenolic content and antioxidant activity of red and yellow quinoa (Chenopodium quinoa Willd) seeds as affected by baking and cooking conditions. Food and Nutrition Sciences. 3: 1150-1155.
27-Chen, T.H.H., and Murata, N. (2000). Enhancement of tolerance of abiotic stress by metabolic engineering of betaines and other compatible solutes. Curr. Opin. Plant Biology. 5: 250-257.
28-Clare, D.A., Rabinowitch, H.D., Fridovich, I. (1984). Superoxide dismutase and chilling injury in Chlorella ellipsopides. Archives of Biochemistry and Biophysics. 231:158-163.
29-Dhindsa, R.A., Plump-Dhindsa, P., Thorpe, T.A. (1981). Leaf senescence: correlated with increase levels of membrane permeability and lipid peroxidation and decreased levels of superoxide dismutase and catalase. Journal of Experimental Botany. 126: 93-101.
30-Elsohaimy, S.A., Refaay, T.M. and Zaytoun, M.A.M. (2015). Physiochemical and functional properties of quinoa protein isolate. Annals of Agricultural Science, http: //dx.doi.org/10.1016/j.aoas.2015.10.007
31-Fazli, R., Nazarnejad, N.A. and Ebrahimzadeh, M.P. (1392). To evaluate the phenolic antioxidant activity total Flavonoids of beech, hornbeam and spruce. Journal of the forest and wood products, natural resources of Iran. Period. Fall, 66(3): 339-349.
32-F. Ruas, C., M. Ruas, P., C. Stutz, H., J. Fairbanks, D. (2001). Cytogenetic studies in the genus Atriplex (Chenopodiaceae), Caryologia: International Journal of Cytology, Cytosystematics and Cytogenetics. 54 (2): 129-145.
33-Fukushima, D. (2009). Structures of plant storage proteins and their functions. Food Reviews International, 7(3): 353-381.
34-Gorinstein, S., Vargas, O.J.M., Jaramillo, N.O., Salas, I.A., Ayala, A.L.M., Arancibia, A.P., et al. (2007). The total polyphenols and the antioxidant potentials of some selected cereals and pseudocereals. European Food Research and Technology. 225(34): 321–328.
35-Habibi, D., Boojar, M.M.A., Mahmoudi, A., Ardakani, M.R., Taleghani, D. (2004). Antioxidant Enzyme in sunflower subjected to drought stress. 4th International crop Science congress. 26 sep-1 oct.
36-Keener, C.S. (1970). Documented plant chromosome numbers 70:1 Chenopodiaceae. Side 3: 533-536.
37-Kim, S.T., Cho, K.S., Jang, Y.S., Kang, , K.Y. (2001). Two dimensional electrophoresis of rice protein by polyethylene glycol fractionation for protein arrays. Electrophoresis. 22: 2103-2109.
38-Laemmli, U.K. (1970) Cleavage of Structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T40 Nature. 227: 680-685.
39-Lutza, M., Henrı ´quez, C., Escobar, M. (2011). Chemical composition and antioxidant properties of mature and baby artichokes (Cynara scolymus L.), raw and cooked. Journal of Food Composition and Analysis. 24: 49-54.
40-Mazandarani, M., Makri, S. and Bajian, G.R. (2011). Evaluation of phytochemical and antioxidant activity in different parts of Heracleum gorganicum rech. F. In golestan province, North of iran Iranian Journal of plant physiology. 2(2): 381-388.
41-McKersie, B.D.M., Chen, Y., de Beus, M., Bowley, S.R., Bowler, C., Inzé, D., D'Halluin, K. and Botterman, J. (1993). Superoxide dismutase enhances tolerance of freezing stress in transgenic alfalfa (Medicago sativa L.). Plant Physiology. 103: 1155-1163.
42-Mittler, R. (2002). Oxidative stress, antioxidant and stress tolerance. Trends in plant Science. 7: 405-415.
43-Nehete, J.Y., Bhambar, R.S, Narkhede, M.R. and R.Gawali, S. (2013). Natural proteins: Sources, isolation, characterization and applications. Pharmacognosy Reviews, 7(14): 107-117.
44-Ogawa, T., Bando, N., Tsuji, H., Nishikawa, K., Kitamura, K. (1995). Identification of the soybeen allergenic protein, Gly m Bd 30K, with the soybean seed 34-kDa oil-body-associated protein. Bioscience, Biotechnology and Biochemistry. 57(6): 1030-1033.
45-Olien, C.R. and Clark, J.L. (1995). Freeze-induced changes in carbohydrates associated with hardiness of barley and rye. Crop Science. 35:496-502.
46-Omar, S.A., Masoud, I.M. and Khalil, R.M.A. (2014). Genetic evalution of some quinoa genotypes under Ras Suder Condition. Mansoura Journal of plant production.  5(11): 1915-1930.
47-Palmino, G., Hernández, L.T., Torres, E.C. (2008). Nuclear genome size and chromosome analysis in Chenopodium quinoa and C. berlandieri subsp. Nuttalliae. Euphytica, 164: 221-230.
48-Paśko, P., Bartoń , H., Zagrodzki, P., Gorinstein, S., Folta, M., Zachwieja, Z. (2009). Anthocyanins, total polyphenols, and antioxidant activity in amaranth and quinoa seeds and sprouts during their growth. Food Chemistry, 115. 994–998.
49-Pinheiro, H. A., F. M. DaMatta, A.R.M. Chaves, E.P.B. Fontes and M. E. Loureiro. (2004). Drought tolerance in relation to protection against oxidative stress in clones of Coffea canephora subjected to long-term drought. Plant Science. 167: 1307-1314.
50-Roy-Macaulay, H., Zuily-Fodil, Y., Kidric, M., Pham Thi, A.T., Vieira de silva, J. (1992). Effect of drought stress on proteolytic activities in Phaseolus and Vigna leaves from sensitive and resistant plants. Physiologia Plantarum. 85: 90-96.
51-Sairam, R.K., Saxena, D.C. (2000). Oxidative stress and antioxidant in wheat genotypes: possible mechanism of water stress tolerance. Journal of Agronomy and Crop Science. 184: 55-61.
52-Salekjalali, M., Haddad, R., Jafari, B. (2012). Effects of soil water shortages on the activity of antioxidant enzymes and the content of chlorophylls and proteins in barley. American-Eurasian Journal of Agricultural & Environmental sciences. 12 (1): 57-63.
53-Samaras, Y.R., Bressan, A., Csonka, L.N., Garcia-Rios, M.G., Paino, D., Urzo, M., and Rhodes, D. (1995). Proline accumulation during drought and salinity. In: N. Smirnoff (Ed.). Environment and Plant Metabolism. Bios. Scientific Publisher, Oxford, p. 161-187.
54-Sharma, P., and Dubey, R.S. (2005). Drought induces oxidative stress and enhances the activities of antioxidant enzymes in growing rice seedlings. Plant Growth Regulation. 46: 209-221.
55-Shattuck-Eidens, D.N., and Beachy, R.N. (1985). Degradation of beta-conglycinin in early stages of soybean embryogenesis. Plant Physiology. 78: 895.
56-Sofo, A., Dichio, B. Xiloyannis, C and Masiha, A. (2004). Lipoxigenase activity and proline accumulation in leaves and roots of olive tree in response to drought stress. Physiology Plant. 121: 56-58.
57-Svensson, J., Ismail, A.M., Palva, E.T., Close, T.J. (2002). Dehydrins. In: sensing, signaling and celladaptation  (eds. Storey, K.B and Storey, J.M.) pp. 155-171. Elsevier Science BV.
58-Thanh, V.H., Shibasaki, K. (1977). -conglycinin from soybean proteins. Isolation and immunological and physicochemical properties of the monomeric forms. Biochimica et Biophysica Acta. 490: 370-384.
59-Toapanta, A., Carpio, C., Vilcacundo, R., and Carrillo, W. (2016). Analysis of protein isolate from quinoa (Chenopodium quinoa). Asian Journal of Pharmaceutical  and Clinical Research. 9(2).
60-Tohidi-Moghadam, H.R., Shirani-Rad, A.H., Nour-Mohammadi, G. (2009). Effect of super absorbent application on antioxidant enzyme activities in canola (Brassica napus L.) cultivars under water stress conditions. American Journal of Agricultural and Biological Sciences. 4 (3): 215-223.
61-Vega-Gálvez, A., Miranda, M., Vergara, J., Uribe, E., Puente, L and Martínez, E.A., (2010). Nutrition facts and functional potentional of quinoa (Chenopodium quinoa willd.), an ancient Andean grain: a review. Journal of Science Food agriculture. 2541-2547.
62-Wilson, H.D. (1980). Artifical hybridization among species of Chenopodium sect. Chenopodium. Systematic Botany. 5: 253-263.
63-Xiong, Z.T., Chao, L., Bing, G. (2006). Phytotoxic effects of copper on nitrogen metabolism and plant growth in Brassica pekinensis Ruper. Ecotoxicology and Environmental Safety. 64: 273-280.
64-Yangquanwei, Z., Neethirajan, S., Karunakaran, C. (2013). Cytogenetic analysis of quinoa chromosomes using nanoscale imaging and spectroscopy techniques. Nanoscale Research Letters. 8: 463.
65-Yu, L., Haley, S., Perret, J., Harris, M. (2002). Antioxidant properties of hard winter wheat extracts. Food Chemistry. 78: 457-461.
66-Yu, L., Zkou, K. (2004). Antioxidant properties of bran extracts from “Platte” wheat grown at different locations. Food Chemistry. 90: 311-316.
67-Zielinski, H., and Kozlowska, H. (2000). Antioxidant activity and total phenolics in selected cereal grains and their different morphological fractions. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 48: 2008–2016.
دوره 34، شماره 3
مهر 1400
صفحه 412-423
  • تاریخ دریافت: 06 مرداد 1398
  • تاریخ بازنگری: 06 شهریور 1398
  • تاریخ پذیرش: 09 شهریور 1398
  • تاریخ اولین انتشار: 01 مهر 1400